Инфекционная анемия цыплят: Инфекционная анемия цыплят (CAV) у птицы

Инфекционная анемия цыплят (CAV) у птицы

Инфекционная анемия цыплят (ИАЦ) — высококонтагиозная вирусная болезнь, характеризующаяся поражением костного мозга и лимфоидной системы, подкожными и внутримышечными кровоизлияниями, сопровождающаяся нарушением кроветворения и иммуносупрессией.

Этиология. Вызывает вирус семейства Circoviridae.

Эпизоотология. Болеют курицы, наиболее чувствительны цыплята 2-5 недельного возраста, главным образом мясных кроссов, среди которых заболеваемость может составлять 20-60%, летальность 5-6% (при моноинфекции). Заражение происходит горизонтальным и вертикальным путем, ведущий путь заражения — инфицированное инкубационное яйцо. Проявление болезни у цыплят является следствием первичного инфицирования серонегативных родителей в начале или на пике яйценоскости. По мере формирования постинфекционного иммунитета (3-9 нед.) вертикальная передача вируса прекращается. Цыплята с пассивным иммунитетом устойчивы к заражению. Материнские антитела сохраняются до 3-недельного возраста. Выявление специфических антител у клинически здоровых цыплят-бройлеров к концу их откорма служит свидетельством горизонтальной передачи инфекции. Часто ИАЦ протекает в ассоциации с реовирусной и метапневмовирусной инфекциями, а также болезнями Марека и Гамборо.

Патогенез. Вирус поражает кроветворные клетки красного костного мозга. Поражаются предшественники тромбоцитов, эритроцитов, моноцитов, гранулоцитов, Т-лимфоцитов, и опосредованно — В-лимфоциты. В результате происходит массовая гибель клеток всех ростков гемоцитопоэза с последующим замещением красного костного мозга на желтый костный мозг (ожиревший). Дефицит предшественников Т- и В-лимфоцитов вызывает развитие атрофии лимфоидной ткани в тимусе, бурсе Фабрициуса, периферических органах иммунитета. Поражение эритропоэзного кроветворения приводит к развитию общей анемии. На фоне приобретенного иммунодефицита активизируется условно-патогенная микрофлора, появляются некрозы в коже.

Клинические признаки. Отмечаются у цыплят на 10-14 день жизни и проявляются вялостью, анемичностью слизистых оболочек, гребня, сережек, диареей, гангренозным дерматитом, локализующимся в области головы, крыльев, грудной клетки, бедра и голени. В дальнейшем кожа теряет эластичность, трескается, через неё на поверхность выделяется серозно-геморрагический транссудат. Дерматит осложняется секундарной микрофлорой. Смерть наступает в течение нескольких дней после появления клинических признаков. Отход цыплят составляет при стертых клинических признаках от 5 до 15%, а в острых случаях — до 50-60%.

Среди цыплят в возрасте 3-х недель и старше болезнь протекает субклинически, что связано с горизонтальным перезаражением по мере снижения у них материнских антител. Как клиническое, так и субклиническое течение ИАЦ сопровождается иммуносупрессией.

Патоморфология. Общая анемия; кровоизлияния в мышцах; серозно-геморрагический дерматит в области подкожной клетчатки головы, груди, на концах крыльев; очаги некроза в селезенке; атрофия бурсы, тимуса, почек; дистрофия печени с участками некроза.

Диагностика. Основана на выявлении клинических симптомов, патологических признаков, проведении анализа сыворотки крови на специфичные антитела в ИФА. Дифференцируют от Болезни Марека, лейкозов, болезни Гамборо, Болезни Ньюкасла.

Профилактика. Для предупреждения вертикальной передачи инфекции и создания высокого уровня материнских антител у бройлеров к вирусу ИАЦ в племенных хозяйствах регулярно проводят серомониторинг и своевременно иммунизируют ремонтный молодняк.

На рынке представлены живые вакцины, отличающиеся способом применения (выпойка, инъекция). Через 14 дней после однократного применения вызывают у птицы формирование иммунитета, который сохраняется в течение всего продуктивного периода.

Ремонтный молодняк прививают с 6-недельного возраста, но не позднее чем за 3–4 недели до начала яйцекладки. Существуют два мнения в вопросе необходимости вакцинопрофилактики ремонтного молодняка при нахождении антител к вирусу ИАЦ в результате естественного заражения: 1) не проводить вакцинацию; 2) проводить вакцинацию с целью увеличения среднего титра антител и уменьшения показателя CV.

При вакцинации против ИАЦ % сероконверсии является единственным показателем успешно проведенной вакцинации. Если более 60% исследуемых образцов серопозитивны, то нет необходимости повторно применять вакцину.

Схема вакцинопрофилактики против ИАЦ ремонтного молодняка

Ожидаемые средние титры после вакцинации ремонтного молодняка (данные компании БиоЧек)

Тест-набор	Тип вакцины	Средний титр	Недель после вакцинации	% положительных проб	Индекс вакцинации (ИВ)	Подозрение на инфекцию
CAV	живая	3000-8000	4-6	80-100	100-300

Ожидаемые средние титры у бройлеров (данные компании БиоЧек)

Тест-набор	Тип вакцины	Средний титр в возрасте 35-40 дней	Индекс вакцинации (ИВ)	Подозрение на инфекцию
CAV	невакцинированные	0-2500; вести мониторинг, взять под контроль	<30	Pos>5000*

*средние титры невакцинированной птицы, наличие их в сочетании с клиническими признаками и патологоанатомическими изменениями подозреваются на инфекцию

Инфекционная анемия цыплят

Инфекционная анемия цыплят — Chicken Infectious Anemia. Синонимы: «синее крыло», вирусная анемия цыплят (ВАЦ), геморрагический синдром или синдром анемии-дерматита.
Инфекционная анемия цыплят — вирусное заболевание, проявляющееся у цыплят 2-4-недельного (у бройлеров — 14-21-дневного) возраста, протекающее с сильной депрессией, отсутствием аппетита, замедлением роста, резким истощением, часто осложняется вторичными вирусными, бактериальными и грибковыми заболеваниями.

Историческая справка, распространение, экономический ущерб. Вирус анемии цыплят впервые был выделен в 1979 г. в Японии. Спустя 6-8 лет ее стали регистрировать в США, Англии, Германии, Швеции и других странах, в которые возбудитель этой болезни беспрепятственно поступал с племенными яйцами кур новых высокопродуктивных кроссов.

Большой вклад в изучение особенностей вируса внесли ученые Японии — Талигучи и Имей, США — Бокс, Розенберг, Клайд, Англии — Смит, Плейтен, Ньюмен, Германии — Бюлов, Конрад и др.
В настоящее время по экспертным оценкам ИАЦ наносит птицеводству значительный экономический ущерб. Так, эта болезнь лишь американскому бройлерному птицеводству обходится примерно в 50 млн долларов в год. В Великобритании с целью выявления влияния вируса на бройлеров были проанализированы показатели выращивания цыплят на 50 фермах с поголовьем более миллиона голов (25 стад, в которых на момент убоя были выявлены антитела к вирусу ИАЦ, и 25 стад, не имеющих таких антител). Установлено, что стада, не имеющие специфических антител к вирусу ИАЦ, имели лучшую конверсию корма на 2%, большую живую массу на 2,5% и среднесуточные привесы на 13%. Вывод ученых был следующим: субклиническое течение ИАЦ оказывает значительное влияние на продуктивность при выращивании бройлеров.
Возбудитель классифицирован как единственный представитель рода Cyrcovirus семейства Circoviridae. Вирус анемии цыплят — мелкий вирус с диаметром частиц 23-25 нм, ДНК-содержащий, не имеющий оболочки. Однонитчатая кольцевая
ДНК находится в вирусных капсидах. Вирусный капсид состоит из 32 структурных субъединиц. Все известные штаммы вируса принадлежат к одному серотипу.
Вирус анемии цыплят устойчив к ацетону, хлороформу, эфиру и рН 3,0. Вирус частично инактивируется после прогревания при 80°С в течение 30 мин и полностью погибает после 10-минутного кипячения.
Для изоляции и культивирования вируса используют культуры лимфобластоидных клеток (MDCC-NSB1, MDCC-JP2, MDCC-CU 147), суточных СПФ-цыплят и 6-дневные куриные СПФ-эмбрионы.
Эпизоотологические данные. Восприимчивы к заболеванию только цыплята, чаще цыплята-бройлеры. Птица других видов устойчива к вирусной анемии, хотя есть сообщения об обнаружении антител к возбудителю у японских перепелов.
Инфекция распространяется вертикально — от инфицированных кур потомству и горизонтально — при контакте особей или через корм. Вертикальная передача происходит в течение 3-9 недель. Инкубационный период составляет 10-12 дней, пик проявления клинических признаков приходится на период с 17-го по 24-й день. При высокой степени инфицирования стада может наблюдаться второй пик отхода цыплят в возрасте 30-34 дней. Установлены случаи заражения потомства через сперму инфицированных петухов.
Для горизонтального распространения вируса в восприимчивом племенном стаде обычно достаточно 3-6 недель. Чаще поражаются 3-недельные и более старшего возраста цыплята вследствие исчезновения у них материнских антител. При горизонтальном инфицировании цыплят вирусная анемия может клинически не проявляться, но осложняет течение других болезней из-за иммунодепрессии.
Экспериментально показана возможность заражения цыплят через респираторный тракт.
Установлено, что первые вспышки инфекционной анемии в Японии и Германии совпали с иммунизацией птицы вакциной против болезни Марека, предварительно контаминированной вирусом инфекционной анемии. Цыплята, инфицированные вирусом инфекционной анемии цыплят и вирусом болезни Марека, вирусом инфекционной бурсальной болезни, лентогенным вирусом ньюкаслской болезни, вирусом ретикулоэндотелиоза, аденовирусом или реовирусом, могут проявлять симптомы болезни, ассоциированные с признаками сопутствующих инфекций.
Патогенез инфекционной анемии был изучен Suasa et al. в 1979 г. У цыплят первого возраста вирус анемии цыплят вызывает анемию с деструкцией эритробластоидных клеток и иммунодефицит.
Вскоре после заражения белок вируса инфекционной анемии — аноптин (VP3) — мелкий белок, состоящий из 121 аминокислоты, реагирует с клеточным хроматином миелоидных клеток и лимфобластоидных Т-клеток. В клетках обнаруживаются морфологические изменения. Клетки сморщиваются, их хроматин разрушается до аминонуклеосомальных фрагментов и конденсируется, что характерно для физиологического процесса программированной клеточной гибели или опоптоза.
Клинические симптомы. Заболевание проявляется в двух формах: клинической и субклинической. Клиническое проявление заболевания у цыплят начинается на 10-14-й день их жизни снижением прироста живой массы и поедаемости корма, вялостью, анемичностью слизистых оболочек, взъерошенностью оперения, гангренозными дерматитами. Очаговые поражения кожи развиваются в области головы (подчелюстное пространство), крыльев, грудной клетки, живота, бедер и голеней. Из трещин кожи сочится, а нередко капает кровянисто-серозный экссудат. Дерматиты развиваются при обсеменении очагов поражения секундарной микрофлорой. Венозные сосуды крыльев переполнены, вследствие чего заболевание еще называют болезнью «синего крыла».
Кровь водянистая, образование кровяного сгустка происходит с задержкой. Отмечается снижение гематокрита в пределах 6-27% при норме 43% вследствие поражения гемацитобластов, приводящего к уменьшению количества эритроцитов до 1 млн при норме 4,5 млн/мм3.
Смерть наступает в течение нескольких дней после проявления клинических признаков. Отход цыплят составляет при стертых клинических признаках от 5% до 15%, а в острых случаях — до 50-60%. Куры могут переболевать в период начала яйцекладки в легкой форме без снижения продуктивности.
Субклиническая форма болезни может вообще не приносить хлопот, но способна, тем не менее, осложнить течение других болезней из-за иммуносупрессии. Установлено, что при инфекционной анемии уменьшается продуцирование антиген-специфических цитотоксических Т-лимфоцитов для вирусов болезни Марека и ретикулоэндотелиоза у цыплят, зараженных анемией в возрасте старше 3 недель, и, таким образом, угнетает поствакцинальный иммунный ответ и задерживает выздоровление молодняка от инфекционных болезней.
Патологоанатомические изменения. При патологоанато-мическом вскрытии павшей или больной птицы отмечают общую бледность тканей, атрофию и изменение костного мозга от бледного до желтого, атрофию тимуса и бурсы. Печень увеличена и имеет желтоватый оттенок. Кровоизлияния на коже, особенно на плечевых и локтевых суставах, а также на грудных и бедренных мышцах, застойные явления в сосудах крыльев.
Гистологические изменения. Характерные для этой болезни изменения появляются уже на 6-й день в костном мозге и тимусе, несколько позднее — в клоакальной сумке, селезенке и печени.
На ранней стадии заболевания в гемопоэтических клетках удается установить нарушение плазменной мембраны, вакуолизацию, появление внутриядерных включений в виде тонких гомогенных гранул. В пораженных клетках обнаруживают конгломераты вирусоподобных частиц. Незрелые клетки находят, правда нечасто, на 12-й день после заражения.
Иммунитет. У переболевшей птицы через 3-6 недель вырабатываются антитела, которые передаются потомству. Материнские антитела обеспечивают полную защиту потомства от заболевания и циркулируют у цыплят около 3 недель.
Диагноз. Предварительный диагноз может быть поставлен на основании эпизоотологического анализа, клинических признаков и патоморфологических изменений.
Окончательный диагноз ставят на основании лабораторных исследований.
Разработан метод выделения возбудителя на культурах клеток MDCC-MB-1, полученных из лимфомы БМ. Считают, что вирус появляется на 3-м пассаже. Он репродуцируется в куриных эмбрионах, но не вызывает их гибели и патологоанатомических изменений в них. С целью выделения вируса инфекционной анемии кур эффективно применять внутрибрюшинное заражение однодневных СПФ-цыплят.
Для серологических исследований сыворотки крови птицы используют реакцию нейтрализации, непрямой флюоресценции и метод твердофазного иммуноферментного анализа (Elisa-тест).
Вирусная ДНК может быть обнаружена с помощью ПЦР в ткани гонад и селезенки даже у кур, серопозитивных в течение более 40 недель.
Дифференциальный диагноз. Вирусную анемию цыплят необходимо дифференцировать от железодефицитной анемии, авитаминоза К, инфекционной бурсальной болезни.
Железодефицитная анемия у птиц встречается сравнительно редко. В правильности поставленного диагноза можно убедиться только по результатам проведенных терапевтических мероприятий, включающих введение в корм больших доз препаратов железа. Обычно 3-4-дневный курс снимает эту проблему.
Авитаминоз К. Часто бывает нарушена система свертывания крови. При патологоанатомическом вскрытии обнаруживают несвернувшуюся кровь светло-красного цвета. Все органы и ткани равномерно бледнее, чем в норме. Улучшение качества кормления, введение в рацион травяной муки и назначение препаратов витамина К (викасол или синковит) нормализуют обменные процессы в организме птицы.
Инфекционная бурсальная болезнь. Патологоанатомические изменения в организме птиц зависят от вирулентности эпизоотического штамма вируса ИББ.
Действие «горячего» штамма ИББ у 30-40-дневных цыплят вызывает характерные патологоанатомические изменения: мраморные почки, множественные кровоизлияния в мышцах, иногда и в миокарде, огромные воспаленные (или уже атрофированные) бурсы, изменения в желудочно-кишечном тракте.
Однако такой картины мы не отмечаем, если инфекция вызвана штаммом ИББ умеренной вирулентности или поствакцинальными осложнениями после применения не очень качественной вакцины. В этом случае учитывают изменения в костном мозге и тимусе.
Лечение и профилактика. Эффективных методов лечения этой болезни до сих пор не найдено. Сократить падеж птицы помогают добавки в корм или выпаивание витаминов (например, аминовитал в дозе 3 мл на 100 л. воды или 500 мл на 1 т корма) с обязательной проверкой чувствительности циркулирующих в хозяйстве микроорганизмов, вызывающих эти заболевания. Положительный эффект дает внесение в питьевую воду подкислителей (аскорбиновая или лимонная кислота, селацид и др.).
Необходимо выполнение различных зоогигиенических процедур, особенно тщательное очищение помещений от помета и надлежащая влажная и аэрозольная дезинфекция с применением формалина в дозе 30-40 мл на 1 м3 воздуха, а также строгое соблюдение технологических требований.
Санитарные меры играют исключительно большую роль в предотвращении заноса возбудителя извне и распространения в хозяйстве. Однако полное уничтожение вируса инфекционной анемии цыплят практически невозможно из-за высокой его устойчивости к дезинфицирующим веществам. Английские специалисты рекомендуют использовать виркон С из расчета 1:250 для выпаивания с водой.
Специфическая профилактика. В настоящее время Германия, Нидерланды, Франция производят живые вакцины против этой болезни (например, Нобилис CAV). Вакцинируют птицу прародительских и родительских стад яичных кроссов в 13-15-недельном возрасте, мясных — в 17-20 недель, то есть за месяц до начала яйцекладки и сбора яиц на инкубацию. Вакцину вводят однократно через питьевую воду или уколом в перепонку крыла.

Бурсальная болезнь и инфекционная анемия цыплят

 

Бурсальная болезнь и инфекционная анемия цыплят

Для промышленного птицеводства вакцинопрофилактика является одним из основных способов обеспечения эпизоотического благополучия птицеводческих хозяйств. Но применение живых вакцин часто отрицательно сказывается на показателях продуктивности и сохранности птицепоголовья. Так после вакцинации против инфекционной бурсальной болезни (ИББ) у птицы отмечается снижение резистентности, что приводит к возникновению секундарных инфекций (колибактериоз). Однако основной проблемой, возникающей при иммунизации живыми вакцинами, является иммунодепрессивное состояние птицы.

Иммунодепрессивное состояние у птицы возникает также при циркуляции в хозяйстве вирусов болезни Марека (БМ) и инфекционной анемии цыплят (ИАЦ). Значительный экономический ущерб, особенно птицехозяйствам мясного направления, наносит ассоциированное течение ИББ и ИАЦ, что приводит не только к потере продуктивности и сохранности, но и вызывает значительное снижение, вплоть до полного отсутствия, иммунного ответа на вакцинацию против ньюкаслской болезни (НБ) и инфекционного бронхита кур (ИБК). Например, у птицы в иммунодепрессивном состоянии (особенно в раннем возрасте), обусловленном вирусом ИАЦ, иммунный ответ на последующую вакцинацию против НБ снижается на 4,6 log2.

Также на фоне течения ИАЦ могут возникать прорывы иммунитета против кокцидиоза, болезни Марека, метапневмовирусной инфекции (МПВИ). ИББ при этом протекает в субклинической форме, со стертыми клиническими и патологоанатомическими признаками.

Вирус ИББ усиливает тяжесть течения ИАЦ. Кровотечения, наблюдаемые у цыплят при болезни Гамборо, часто оказываются следствием заражения вирусом ИАЦ. Данное обстоятельство в большинстве случаев приводит к неправильной оценке ситуации и ошибкам при создании схемы специфической профилактики.

Нами были изучены особенности течения ассоциированной инфекции, вызванной вирусами ИББ и ИАЦ в условиях промышленных птицеводческих предприятий Российской Федерации (РФ).

Исследования проводились в птицеводческих хозяйствах РФ различных направлений выращивания посредством эпизоотического обследования с использованием клинического осмотра птицы, патологоанатомического вскрытия, серологических и вирусологических исследований, а также изучения условий содержания, кормления птицы, системы ветеринарно-санитарных мероприятий, схем лечебно-профилактических обработок.

В результате проведенных исследований было установлено, что в условиях циркуляции в хозяйстве вируса ИАЦ могут иметь место следующие клинические признаки: массовое отставание в росте (расслоение) птицы в возрасте 12-15 дней, бледность сережек, гребней, нижних конечностей. При патологоанатомическом вскрытии птицы в возрасте 12-15, 24-26 дней, иногда в возрасте 33-35 дней обнаруживали следующие признаки: обесцвечивание костного мозга или нарушение его структуры, наличие гнойного экссудата в Фабрициевой сумке (бурсе), атрофию бурсы, атрофию тимуса, наличие студенистых инфильтратов соломенно-желтого цвета в брюшной полости, бледность кожного покрова и мышц, штрихоподобные кровоизлияния в области бедра, грудной мышцы, дерматиты, разрывы кожного покрова, нарушение структуры мышечной ткани в области бедра («вареное мясо»). Некоторые указанные признаки представлены на рисунках 1-4

Признаки ИББ, которые наблюдаются при остром течении (рисунок 5), при ассоциированном течении ее с ИАЦ практически отсутствуют, что значительно затрудняет диагностику ИББ. Болезнь Гамборо, при наличии у птицы в суточном возрасте материнских антител на уровне 1:3000 и выше, обычно проявляется в возрасте 28-30-ти дней и старше. В случае, когда признаки инфекционной анемии проявляются, начиная с 12-14-ти дневного возраста, у птицы к 28-30-ти дневному возрасту уже наблюдается атрофия бурсы, тимуса. Бурса является основным органом-мишенью для вируса ИББ. При ИАЦ бурса также поражается с выше указанными признаками. К моменту проявления ИББ бурса уже имеет признаки атрофии в результате действия вируса ИАЦ, что вероятно и является причиной отсутствия выраженных признаков ИББ.

При ассоциированном течении ИББ и ИАЦ птица находится в состоянии глубокой иммунодепрессии, что приводит к неадекватному иммунному ответу на вакцинацию и затрудняет интерпретацию результатов серологических тестов.

Кроме этого при ассоциированном течении данных болезней резко увеличивается количество птицы с признаками секундарных инфекций (колибактериоз), что также затрудняет диагностику.

Выделение возбудителя ИББ производится с использованием 8-11-дневных СПФ-куриных эмбрионов (КЭ). Вирус удается изолировать после 2-5 суток инкубации при заражении эмбрионов на хориоалантоисную оболочку (ХАО) на 3-5 пассаже. Для выделения вируса ИАЦ используется клеточные культуры MDCC-MSBI или 1-дневные СПФ-цыплята. Наиболее информативными и быстро воспроизводимыми методами диагностики ИАЦ являются гематологическое и гистологическое исследование.

Полученные нами данные позволили прийти к изложенным ниже выводам.

Ассоциированное течение инфекционной бурсальной болезни и инфекционной анемии цыплят вызывает у птицы тяжелое иммунодепрессивное состояние, которое приводит к потере продуктивности, увеличению падежа и случаев проявления секундарных инфекций, снижению иммунитета (вплоть до клинического проявления болезни) к кокцидиозу, болезни Марека, метепневмовирусной инфекции, препятствует выработке поствакцинального иммунитета против ньюкаслской болезни и инфекционного бронхита кур.

Диагностика ИББ и ИАЦ при ассоциированном течении данных инфекций затруднена вследствие тотального поражения лимфоидных органов и неадекватной реакции организма на инфицирование данными патогенами.

Длительное носительство и высокая устойчивость вирусов ИББ и ИАЦ в окружающей среде способствует возникновению устойчивых стационарных очагов инфекции, в которых имеет место течение данных инфекций в субклинической, стертой, атипичной и ассоциированной форме. Использование вакцин против ИББ из «горячих» штаммов усиливает иммунодепрессивное давление на птицу и как следствие повышает вирулентность полевых штаммов.

В целях стабилизации эпизоотической ситуации при ассоциированном течении ИББ и ИАЦ необходимо:

Заменить живую вакцину против ИББ на инактивированную. Вакцинация должна проводиться в суточном возрасте, при условии однородного материнского иммунитета, с уровнем антител, достаточным для защиты цыпленка до 15-ти дневного возраста, т.е. не ниже 1:2000.
Для профилактики секундарных инфекций использовать пробиотики, так как антибиотики также являются иммунодепрессантами.
Обеспечить качественную подготовку птицеводческих помещений.
Улучшить условия содержания и кормления.
Предупреждать возникновение стрессов.
Разработать схему поддержки иммунной системы с использованием комплексных витаминных препаратов, иммуномодуляторов, препаратов растительного происхождения, обладающих иммуностимулирующим эффектом.

 

Метки: Вакцинации, Профилактика

8.12. Инфекционная анемия цыплят

Инфекционная анемия цыплят (англ. — Infections chicken anemia; вирусная анемия цыплят, «синее крыло») — заболевание молодняка раннего возраста, протекающее с поражением костного мозга, иммунодефицитом и заканчивающееся дерматитами, гидроперикардитом и водянкой брюшной ПОЛОСТИ.

Историческая справка, распространение, степень опасности и ущерб. Впервые возбудитель был выделен в 1979 г. в Японии, а затем в 1983 г. в Европе в птицеводческих хозяйствах при выращивании бройлеров. Эпизоотологическая и экономическая опасность болезни заключается в том, что она регистрируется во всех бройлерных птицехозяйствах, сопровождается повышенной смертностью (5…10 %, а в отдельных хозяйствах до 60 %).

Возбудитель болезни. Возбудитель инфекционной анемии цыплят представляет собой мелкий (23…25 нм) однонитчатый ДНК-содержащий вирус. По последним данным, его относят к семейству Circoviridae. Вирус хорошо культивируется в развивающихся куриных эмбрионах, СПФ-цыплятах и культуре клеток.

Вирус устойчив к ацетону, хлороформу, спирту и кислой среде (рН 3,0), погибает при 80 °С в течение 30 мин, 100 °С — за 10 мин. Дезинфицирующие препараты в общепринятой концентрации быстро инакти-вируют его.

Эпизоотология. К инфекции более всего чувствительна птица мясного направления, особенно бройлеры, что, вероятно, связано с интенсивным ростом. Болезнь чаще наблюдается у цыплят в возрасте 14…21 день, причем цыплята младшего возраста, как правило, не болеют, так как у них развитие инфекции предупреждают материнские антитела.

Инфекция у бройлеров обычно носит субклинический характер. Тем не менее и клиническая, и субклиническая формы оказывают иммуносуп-рессивное влияние на организм (подавляют иммунитет), что может стать причиной больших потерь.

37*

579При этом у цыплят в неблагополучных хозяйствах четко выражена чувствительность к заражению вирусом — после 3-недельного возраста они уже устойчивы. Птица, не имевшая контакта с вирусом, чувствительна к нему в любом возрасте. Вертикальный путь передачи отмечается, как правило, в тех хозяйствах, в которые завозят инкубационное яйцо из неблагополучных пунктов.

В естественных условиях инфекция распространяется контактным способом у цыплят раннего возраста либо посредством вакцинации их против болезни Марека в суточном возрасте. При этом вирус может быть как интегрирован в геном цыпленка, так и находиться непосредственно в вакцине. Последний путь распространения инфекции представляет для промышленного птицеводства наибольшую опасность, если для производства вакцин используют куриные эмбрионы, полученные из коммерческих хозяйств.

Патогенез. Патогенез заболевания связан с инфицированием интра- и экстрасинусоидальных гемоцитобластов и ретикулярных клеток в костном мозге и корковом слое тимуса. После заражения быстро развивается анемический синдром; цыплята отстают в росте, возникают апластическая анемия и атрофия лимфоидных органов. Красный костный мозг замещается жировой тканью, атрофируются зобная железа, фабрициева сумка.

Течение и клиническое проявление. Клинически заболевание проявляется у цыплят lO…H-дневного возраста снижением прироста живой массы и поедаемости корма, вялостью, анемичностью слизистых оболочек, взъе-рошенностью пера, гангренозными дерматитами. Венозные сосуды крыльев переполнены кровью, вследствие чего заболевание еще называют болезнью «синего крыла». Этот клинический признак возникает в результате как самостоятельного действия возбудителя, так и развития бактериальной инфекции, вызванной в первую очередь стафилококком, колибактерией и клостридиями. Смерть наступает в течение нескольких дней после появления клинических признаков. Отход цыплят составляет при стертой клинической картине от 5 до 15 %, а в острых случаях —до 50…60 %. Куры могут переболеть в период начала яйцекладки в легкой форме без снижения продуктивности.

Патологоанатомические признаки. При патологоанатомическом вскрытии павшей или больной птицы макроскопически отмечают атрофию тимуса и бурсы, увеличение и обесцвечивание печени, застойные явления в сосудах крыльев.

Кожа, особенно на крыльях, вследствие геморрагии синеет (отсюда одно из названий болезни), теряет эластичность, через нее на поверхность выделяется экссудат. Такая кожа легко повреждается и становится своеобразными воротами для вторичной микробной инфекции, приводящей к гангренозному дерматиту.

Иногда в особо тяжелых случаях на вскрытии находят гидроперикар-дит, асцит. Транссудат выходит в сердечную сумку (до 5 мл), и это основной признак у погибшего молодняка. В полости сердечной сорочки можно обнаружить фибринозные наложения. Наиболее тяжелая форма сопровождается подкожной отечностью. Сердце увеличено в объеме и расширено.

При гистологических исследованиях в печени находят экстенсивные некрозы с фибринозными наложениями, жировой дегенерацией и отложением капелек жира в клетках, лимфоидно-клеточную инфильтрацию перипортального поля, гиперплазию желчных ходов, пролиферацию и выраженный цирроз. В сердечной мышце обнаруживают кровоизлияния.

580Диагностика и дифференциальная диагностика. Диагностику заболевания проводят по данным эпизоотологического анализа, результатам определения антител к вирусу анемии цыплят в основном в непрямой РИФ, ИФА, а также путем выделения вируса на чувствительных к нему СПФ-эмбрионах и цыплятах.

Возможна диагностика болезни на основании исследования крови больных цыплят на 12… 16-й день после начала заболевания — при этом гематокрит снижен до 11…20 % при норме 30…40 %. Это простой, но специфичный способ лабораторной диагностики анемии цыплят, так как другие вирусные агенты не вызывают подобных изменений крови.

При дифференциальной диагностике на инфекционную анемию цыплят в первую очередь надо исключить инфекционную бурсальную болезнь, стафилококкоз, гиповитаминоз К, отравление мико-токсинами.

Иммунитет, специфическая профилактика. Для специфической профилактики болезни за рубежом применяют вакцины «Тимовак» (Германия), «Calnek» (используют три метода аппликации вакцины: перорально, выпаиванием с питьевой водой, введением в подкрыльцовую перепонку). Ведутся разработки рекомбинантных вакцин на основе протеинов вируса анемии цыплят.

Профилактика. Профилактика инфекционной анемии цыплят основывается на строгом соблюдении технологии по выращиванию бройлеров изолированно от взрослого ПОГОЛОВЬЯ.

Бройлеров необходимо выращивать с соблюдением плотности посадки (не больше 14 голов на 1 м2 площади пола), при выращивании в клетках плотность посадки регулируется паспортными данными на клеточное оборудование. Необходимо обеспечить высокий уровень неспецифических антител у цыплят в первые недели выращивания; исключить из рациона корма, пораженные микотоксинами.

При проектировании хозяйств важно не допустить размещения на одной территории инкубатория цыплят раннего возраста и взрослой птицы, которая инфицирована вирусом анемии. Особо тщательно нужно дезинфицировать инкубационные яйца, на поверхности которых может находиться вирус. Применяют общепринятые меры по подготовке, очистке и дезинфекции помещений, в которых содержится птица.

Меры борьбы. Меры борьбы с заболеванием состоят из организационно-хозяйственных, ветеринарно-санитарных мероприятий и специфической профилактики болезни.

Контрольные вопросы и задания. 1. Дайте общее определение болезни, характеристику возбудителя. 2. Назовите способы заражения цыплят, особенности возрастной восприимчивости. 3. Каковы наиболее характерные патологоанатомические изменения, обнаруживаемые при вскрытии трупа? 4. Перечислите ограничительные мероприятия в неблагополучных хозяйствах. 5. Каковы специфическая иммунопрофилактика, сроки вакцинации?

Иммунодепрессия, обусловленная инфекционной анемией цыплят, и поствакцинальный иммунный ответ Текст научной статьи по специальности «Ветеринарные науки»

ИММУНОДЕПРЕССИЯ,

ОБУСЛОВЛЕННАЯ

ИНФЕКЦИОННОЙ АНЕМИЕЙ ЦЫПЛЯТ,

И ПОСТВАКЦИНАЛЬНЫЙ ИММУННЫЙ ОТВЕТ

IMMUNOSUPPRESSION CAUSED BY CHICKEN INFECTIOUS ANEMIA AND POSRVACCINAL IMMUNE RESPONSE

rdj: 619:616.9-084

M.E. Дмитриева

Научно-исследовательский ветеринарный институт птицеводства M. Dmitrieva

All-Russian Research Veterinary Institute of Poultry Science

Ключевые слова: вакцинация, иммуносупрессия, вирус, иммунитет

Key words: vaccination, immunosuppression, virus, immunity, prevention

Аннотация

В настоя щее время при исследовании сывороток крови после проведения вакцинации живыми или инактивированными вакцинами часто выявляются случаи низкого иммунного ответа или его отсутствие. Одной из причин этого явления я вля ется иммунодепрессивное состояние птицы, обусловленное действием вируса инфекционной анемии цыплят.

Summary

Currently, the study of blood serum after vaccination live or inactivated vaccines are often detected cases of low immune response or lack thereof. One of the reasons for this phenomenon is an immunosuppressive state bird due to the action of the chicken anemia virus.

В промышленных птицеводческих хозяйствах вакцинация является неотъемлемой частью профилактических мероприятий и играет ведущую роль в обеспечении эпизоотического благополучия. Перечень прививаемых инфекций и схема специфической профилактики строго индивидуальны для каждого птицеводческого предприятия и должны быть основаны на результатах мониторинговых и диагностических исследований, на оценке эпизоотической ситуации как в хозяйстве, так и в регионе. Имеет значение направление выращивания птицы, технология содержания, и ммунный статус поступающего молодняка и т.д.

При вакцинации имеет место иммунобиологическая перестройка организма птицы, в результате которой происходит формирование иммунитета. Например, вакцинация изменяет концентрацию в крови Т- и В-лимфоцитов , иммуноглобулинов, активность лизоцима и др. На формирование иммунного ответа негативно влияют многие факторы: технологические стрессы, некачественные корма, микотоксины, неблагоприятные экологические факторы, патогенны различной этиологии и т.д. [2].

Одним из факторов, снижающим уровень иммунного ответа или подавляющим его формирование является иммуносупрессия, в том числе обусловленная воздействием вируса инфекционной анемии цыплят на иммунную систему. Иммуносупрессия усиливается при ассоциированном воздействии вирусов инфекционной анемии цыплят, инфекционной бурсальной болезни (ИББ), болезни Марека, способных разрушать целые звенья иммунной системы, вызывая тем самым ее системные поражения. В частности вирус ИАЦ в процессе репродукции уничтожает гемоцитобласты в костном мозге и предшественников Т-клеток в тимусе [2,3]. В присутствии реовируса вирус инфекционной анемии цыплят может усиливать свою

вирулентность, так же как в результате совместного инфицирования с ИАЦ усиливается вирулентность вируса ИББ [5,6,11]. Инфицирование обоими вирусами (ИББ и ИАЦ), независимо от формы проявления, причиняет ущерб продуктивности птицы и способности организма индуцировать адекватный иммунный ответ после вакцинации [8].

Одновременное инфицирование вирусами ИАЦ и ИББ приводит к клиническому проявлению инфекционной анемии , в то время как ИАЦ как моноинфекцию птицы переносят достаточно легко и быстро выздоравливают [1]. Ассоциированное течение ИАЦ с ИББ и/или БМ вызывает тяжелое иммунодепрессивное состояние, сопровождающееся значительным повышением смертности, восприимчивости птицы к секундар-ным инфекциям, резким снижением экономических показателей и угрозой возникновения инфекционных болезней, прежде всего ньюкаслской болезни (НБ). На фоне течения инфекционной анемии цыплят часто происходит депрессия («срыв») иммунитета против НБ, И БК, БМ, кок-

цидиоза [4], инфекционной бурсальной болезни [10].

По данным Джавадова Э.Д. [2], при воспроизведении моноинфекции ИАЦ в опытах смертность СПФ-цыплят составляла 4,7%, И ББ — 31,3% , БМ — 45,3%. При воспроизведении диинфекции ИББ+ИАЦ, смертность повышалась до 60,7%, при диинфекции БМ+ИАЦ — до 65,3%, а при ассоциированном течении БМ и ИББ

— до 80,7%. При заражении цыплят вирусами ИББ, БМ и ИАЦ с мерт-ность в результате триинфекции составляла 92,0%.

Вирус ИАЦ вызывает функциональные нарушения цитотоксичес-ких Т-лимфоцитов и естественных киллеров, в результате чего возникают поражения, провоцирующие поствакцинальные осложнения при иммунизации суточных цыплят вакциной против ньюкаслской болезни из штамма «Ла-Сота». При этом у цыплят наблюдается угнетение, нарушение дыхания, конъюнктивит, повышение смертности до 30% [5,9].

Zeng S. et all [13] установил, что у цыплят, инфицированных или переболевших ИАЦ, и ммунитет после при-

менения вакцины против ньюкаслской болезни из штамма «Ла-Сота» ниже на 40% по сравнению с цыплятами, свободными от вируса ИАЦ. Иммунный ответ после иммунизации инактивированной вакциной против ньюкаслской болезни в хозяйствах, неблагополучных по ИАЦ, может быть ниже на 4,6 1од2 [5,7].

При исследовании проб сыворотки крови цыплят-бройлеров нами было установлено отсутствие титров антител после применения ассоциированной инактивированной вакцины против инфекционной бурсальной болезни и ньюкаслской болезни. Вакцину применяли цыплятам в суточном возрасте. Затем в возрасте 14 суток цыплят вакцинировали против НБ живой вакциной из штамма «Ла-Сота». В результате на ряде партий количество иммунной птицы в возрасте 38 суток не превышало 40%, с титром антител в РТГА от 1:4 до 1:256.

Аналогично было установлено отсутствие иммунного ответа после вакцинации суточных цыплят инактивированной вакциной против ИББ. При эпизоотологическом обследовании хозяйства были выявлены патологоанатомические признаки инфекционной анемии цыплят (бледность кожных покровов, обесцвечивание костного мозга, штрих подобные кровоизлияния в мышцах бедра и голени, серозно-слизистый экссудат в фабрициевой сумке). При исследовании проб печени и костного мозга с использованием полимеразно-цепной реакции был выявлен геном вируса ИАЦ.

При проведении серологических исследований проб сыворотки крови из птицеводческих хозяйств яичного направления выращивания неоднократно наблюдали низкий неоднородный иммунный ответ на антиген вируса инфекционного бронхита кур после применения ассоциированной инактивированной вакцины против ньюкаслской болезни, инфекционного бронхита кур

(ИБК) и синдрома снижения яйценоскости-76 (ССЯ-76). У кур-несушек наблюдалась б ледность гребня и сережек, аплазия костного мозга, а также повышенный падеж птицы с признаками колибактериоза.

При инфицировании вирусом ИАЦ у птицы не только отмечается неадекватная реакция на вакцинацию или подавление выработки иммунного ответа, но и депрессия уже сформированного иммунитета, например, к кокцидиозу. Так, в одном из птицеводческих хозяйств мясного направления выращивания у птицы ремонтного молодняка родительского стада бройлеров наблюдался повышенный отход петушков 90-суточного возраста. При патологоанатомическом вскрытии выявляли поражения, характерные для кокцидиоза, вызванного Eimeria tenella. Так как при данной форме кокцидиоза трупы обычно обескровлены, то бледность кожных покровов, мышц, внутренних органов не связывали с ИАЦ. Однако при детальном исследовании было установлено обесцвечивание костного мозга. Через 3 недели с момента проявления клинических признаков при серологическом исследовании проб сыворотки крови методом им-муноферментного анализа (ИФА) были выявлены антитела к вирусу ИАЦ в высоких титрах от 1:5270 до 1:16385.

Кроме этого, при инфекционной анемии цыплят вследствие имму-нодепрессивного воздействия вируса на иммунную систему повышается восприимчивость к инфицированию другими патогенами, прежде всего бактериальной этиологии, таким как E.coli, Staphylococcus aureus, Salmonella typhimurium, фузобактери-ям, клостридиям [12].

Таким образом, вирус инфекционной анемии цыплят, вызывая тяжелые поражения иммунной системы, сопровождающиеся иммунодепрес-сивным состоянием птицы, часто является причиной не только низких

показателей продуктивности и сохранности, но и причиной снижения эффективности профилактических и противоэпизоотических мероприятий, возникновения вирусных, бактериальных, паразитарных инфекций. В результате увеличиваются затраты на антибактериальные, витами-но-минеральные препараты, снижается качество и объем выпускаемой продукции и, следовательно, значительно возрастает экономический ущерб.

Литература

1. Джавадов, Э.Д. Ассоциированное течение инфекционной бурсальной болезни и инфекционной анемии цыплят. Проблема и пути ее решения / Э.Д. Джавадов, M.E. Дмитриева, M.A. Занько, E.C. Людькова // БИО. -2010. — № 9. — C. 19-22.

2. Джавадов, Э.Д. Вирус-индуциро-ванные иммуносупресии и способы их предупреждения в промышленном птицеводстве: Дис…. докт. вет. наук: 16.00.03 / Э.Д. Джавадов; ФГУ ВГН-КИ. — Moсква, 2004. — 345с.

3. Дмитриева, M.E. Особенности вакцинопрофилактики иммуно-депрессивных болезней птиц в промышленном птицеводстве / M.E. Дмитриева // Farm Animals. — 2013. -№ 3-4. — C. 81-83.

4. Дмитриева, M.E. Новые вирусные заболевания в промышленном птицеводстве: диагностика и профилактика / M.E. Дмитриева // Тваринництво сьогодні. — 2013. — № 8. — C. 62-69.

5. Дмитриева, M.E. Инфекционная анемия цыплят. Диагностика и профилактика / M.E. Дмитриева, Э.Д. Джавадов, E.C. Людькова. — COK.: Агат. — 2011. — 40с.

6. Cеливерстoва, Н.А. Усовершенствование молекулярно-биологических, гематологических и патологоанатомических методов диагностики инфекционной анемии цыплят: Дис. … канд.вет.наук: 06.02.02. /Н.А. Cе-ливерстова. — 2013. — 117с.

7. Box, P.G. Impaired response to killed Newcastle disease vaccine in chicken possessing circulating antibody to chicken anaemia agent/P.G. Box, H.C. Holmes, A. C. Bushell et all // Avian Pathol. — 1988. — Vol. 17. — P. 713-723.

8. Davidson, I. Quantitation of Marek’s disease and chicken anemia viruses in organs of experimentally infected chickens and commercial chickens by multiplex real-time PCR /1. Davidson, I. Raibshtein, A. Al-Touri // Avian Dis. -2013. — Vol. 57 № 2. — P. 532-543.

9. De Boer, G.F. Interaction between chicken anaemia virus and live Newcastle disease vaccine / G.F. De Boer, D.J. Van Roozelaar, R.J. Moorman

et all // Avian Pathol. — 1994. — Vol. 23.

— P. 263-275.

10. Dmitrieva, M. Study of isolates of Chicken Infectious anemia virus isolated in Russia from broilers and industrial laying hens / M. Dmitrieva, E. Djavadov, S. Abgaryan, M. Zanko // Book of abstracts XVIIIth Congress World Veterinary Poultry Association (WVPA) 19th-23rd August 2013, Nantes, France, p.603.

11. Engstrom, B.E. Blue wing disease of chickens: experimental infection with a Swedish isolate of chicken anaemia agent and an avian reovirus / B.E. Engstrom, O. Fossum, M. Luthman // Avian Pathol. — 1988. — №9 1. — P. 33-50.

12. Rodgers, J. The anti-nuclease humoral immune response of broiler chickens exposed to Staphylococcus aureus, infectious bursal disease virus and chicken anemia virus in an experimental model for bacterial chondronecrosis and osteomyelitis / J. Rodgers // Avian Pathol. — 2106. — Vol. 35 № 4. — P. 302-308.

13. Zeng, S. The changes of T-lymphocytes subpopulation in immune organs and tissues of chicks infected with chicken anemia virus post vaccination La-Sota vaccine / Shimin Zeng Xue-li Gao Zhong-gui Liu // Acta Veter. Zootechn. Sinica. — 2004. — Vol. 35 № 2. — P. 213-216.

Патологоанатомические изменения при инфекционной анемии у цыплят и куриных эмбрионов Текст научной статьи по специальности «Ветеринарные науки»

в рационе животных. Концентрация общего, белковосвязанного и неорганического йода в крови значительно повышается в процессе супо-росности, а к концу периода лактации снижается почти до уровня холостых свинок. Содержание общего йода в цельной крови выше, чем в плазме, в 1,5 раза. Между этими показателями существует тесная корреляционная связь (г=0,73). СБИ составляет 60 % от общего йода, причем эти два показателя слабо коррелировали между собой (г=0,34). Уровень йода в крови плодов существенно выше, чем у их матерей.

ЛИТЕРАТУРА

1. Микроэлементозы человека / А. П. Авцын, А. А. Жаворонков, М. А. Риш, Л. С. Строч-кова. — М.: Медицина, 1991. — 495 с.

2. Г е о р г и е в с к и й, В. И. Минеральное питание животных / В. И. Георгиевский, Б. Н. Анненков, В. Т. Самохин. — М.: Колос, 1979. — 471 с.

3. Г р о м о в а, Е. В. Метаболизм йода у свиней в онтогенезе / Е. В. Громова, С. Г. Кузнецов. — Саранск: Мордовское книжное издательство, 2003. — 297 с.

4. Г р о м о в а, Е. В. Функциональная активность щитовидной железы у свиней с различной обеспеченностью йодом / Е. В. Громова, К. Н. Лобанов // Научно-практические аспекты развития животноводства в современных условиях аграрного производства. — Мичуринск-наукоград РФ, 2013. — С. 192-195.

5. Г р о м о в а, Е. В. Влияние йода на морфологические и биохимические показатели крови свиней / Е. В. Громова, К. Н. Лобанов // Научно-практические аспекты развития животноводства в современных условиях аграрного производства. — Мичуринск-наукоград РФ, 2013. — С. 151-155.

6. К о к о р е в, В. А. Биологическое обоснование потребности супоросных свиноматок в микроэлементах / В. А. Кокорев. — Саранск: изд-во Саратовск. ун-та. Саран, фил., 1990. — 172 с.

УДК 636.5:611.36:619:616.98

ПАТОЛОГОАНАТОМИЧЕСКИЕ ИЗМЕНЕНИЯ ПРИ ИНФЕКЦИОННОЙ АНЕМИИ У ЦЫПЛЯТ И КУРИНЫХ ЭМБРИОНОВ

И. Н. ГРОМОВ, Д. О. ЖУРОВ, М. К. СЕЛИХАНОВА УО «Витебская ордена «Знак Почета» государственная академия ветеринарной медицины» г. Витебск, ул. Доватора, 7/11, Республика Беларусь, 210026

А. С. АЛИЕВ, С. А. ЕМЕЛЬЯНОВА, М. В. БУРЛАКОВ ФГОУ ВПО «Санкт-Петербургская государственная академия ветеринарной медицины» г. Санкт-Петербург, ул. Черниговская, д. 5, Российская Федерация, 196084

(Поступила в редакцию 22.01.2014)

Введение. В имеющихся изданиях крайне скудно освещены аспекты патологоанатомической диагностики новых и малоизученных бо-

лезней птиц, к которым можно отнести инфекционную анемию. Болезнь впервые была зарегистрирована в Японии в 1979 году. В настоящее время вспышки инфекционной анемии регистрируются во многих странах с развитым птицеводством [1, 2]. Результаты исследований В. А. Лобанова и др. [4] свидетельствуют о широком распространении вируса инфекционной анемии цыплят в птицеводческих хозяйствах Российской Федерации, Украины и Республики Беларусь. В крупных птицеводческих хозяйствах промышленного типа инфекционная анемия наносит значительный экономический ущерб, который обусловлен гибелью птицы, низкими приростами и оплатой корма, снижением категорийности тушек, повышенной выбраковкой [3].

В отечественной и зарубежной литературе имеется недостаточное количество сведений, посвященных изучению патоморфологических изменений во внутренних органах куриных эмбрионов и цыплят при экспериментальном течении болезни. Патоморфологические данные охватывают незначительный срок наблюдения. Многие аспекты указанных проблем носят противоречивый характер и требуют более детального изучения.

Установлено, что вирус ИАЦ передается горизонтально и вертикально. При этом вертикальный способ передачи вируса через инкубационное яйцо принято считать основным источником распространения возбудителя. Источником вертикальной трансмиссии инфекции может служить сперма больных петухов. При наличии антител у 80 % кур-несушек в стаде процент неинфицированного потомства может составить до 20. Следует отметить, что патоморфологические изменения у куриных эмбрионов, развивающиеся при заражении вирусом ИАЦ, остаются неизученными. Решение данной проблемы позволит значительно повысить достоверность, упростить и ускорить сроки постановки патологоанатомического диагноза на инфекционную анемию.

Цель работы — изучить патологоанатомические изменения у куриных эмбрионов и цыплят при экспериментальном заражении их вирусом инфекционной анемии.

Материал и методика исследований. Исследования по изучению экспериментальной цирковирусной инфекции были проведены на СПФ-эмбрионах и цыплятах суточного возраста. Эмбрионы были подобраны по принципу аналогов и разделены на 2 группы, по 10 эмбрионов в каждой. Цыплята также были подобраны по принципу аналогов и разделены на 2 группы, по 16 цыплят в каждой. Эмбрионов опытной группы в суточном возрасте заражали изолятом «Краснодарский» («АБИМ») вируса ИАЦ (депонирован в Государственной кол-

лекции вирусов НИИ вирусологии им. Д.И. Ивановского под № 2722) в суточном возрасте в желточный мешок. Вируссодержащим материалом служил стерильный 20%-ный гомогенат печени экспериментально зараженных вирусом ИАЦ СПФ-цыплят, обработанный по общепринятой методике.

Цыплят опытной группы в суточном возрасте внутримышечно заражали тем же штаммом («Краснодарский») вируса инфекционной анемии. Интактные СПФ-цыплята и эмбрионы 2 группы служили контролем. За всеми цыплятами и эмбрионами было установлено клиническое наблюдение. На 19 день после заражения эмбрионы 1 и 2 групп охлаждали при 1=4 °С в течение 12 часов.

На 4, 8, 15, 21 сутки СПФ-цыплят опытной и контрольной групп убивали с последующим отбором тимуса. Проводили наружный осмотр зараженных и интактных цыплят и эмбрионов (в том числе плодных оболочек) с последующей их аутопсией. При изучении и описании анатомических полостей, трубчатых и компактных органов использовали схемы, общепринятые в патологической анатомии. На основании анализа данных патологоанатомического вскрытия был поставлен патологический диагноз.

Материалом для изучения спонтанной цирковирусной инфекции служили трупы цыплят 8-30-дневного возраста. Патологический материал был доставлен с диагностической целью в ФГОУ ВПО СПбГАВМ и УО ВГАВМ из птицефабрик мясного направления, цыплята которых были привиты живой вакциной против ИАЦ.

Результаты исследований и их обсуждение. При патологоанато-мическом вскрытии зараженных эмбрионов отмечалась гиперемия зародышевых оболочек, их помутнение и инъекция кровеносных сосудов. Отмечались также признаки омфалита и омфалофлебита: выраженная гиперемия и отечность тканей, наличие в венах тромбов темно-красного цвета. У эмбрионов контрольной группы зародышевые оболочки были полупрозрачными, серо-розового цвета, без признаков гиперемии и отека.

На большей площади кожи, ее производных и скелетных мышцах выявляли признаки анемии. Ткани же у основания клюва, в области век и шеи выглядели цианотичными.

Подкожная клетчатка в области головы и век была набухшая, студневидная, блестящая, полупрозрачная, при разрезе стекают капельки прозрачного транссудата.

Сердце увеличено в размере, пери- и эпикард слегка набухшие, влажные, блестящие, коронарные сосуды гиперемированы. В полостях

сердца — несвернувшаяся кровь. В одних случаях сердце принимало мешкообразную форму. При этом миокард был бледным. В области венечной борозды выраженная гиперемия, имеются единичные кровоизлияния. В других случаях отмечалась выраженная синюшность сердечной мышцы с наличием в полости сердечной сорочки темно-красного транссудата. Печень увеличена в размере, отечная, дряблой консистенции, цвет пестрый: чередуются темно-красные и светло-желтые участки; рисунок долек на разрезе не различим. У интактных эмбрионов печень была без структурных изменений: не увеличена в размере, упругой консистенции, темно-коричневого цвета, рисунок дольчатого строения, на разрезе не выражен.

Тимус резко уменьшен в объеме (рис. 1, 2), плотной консистенции, серого цвета, рисунок дольчатого строения, на разрезе нечеткий. У отдельных эмбрионов отмечалось не только недоразвитие, но и полное отсутствие отдельных долек. При макроскопическом исследовании тимуса эмбрионов контрольной группы существенных морфологических изменений выявлено не было. Дольки органа располагались в перитрахеаль-ной клетчатке, имели нормальную величину и форму, серо-розовый цвет, рисунок дольчатого строения, на разрезе четкий.

Патологоанатомический диагноз ИАЦу куриных эмбрионов:

1. Выраженный инфантилизм тимуса.

2. Острое расширение сердца, гиперемия коронарных сосудов, кровоизлияния в перикарде. Гидроперикардиум.

Рис. 1. Макровид интактного эмбриона

Рис. 2. Макровид эмбрионаопытной группы

3. Острая венозная гиперемия зародышевых оболочек, коронарных сосудов, миокарда, мягких тканей в области шеи, у основания клюва и в области век.

4. Серозный отек соединительнотканной клетчатки.

Нами также установлено, что спонтанное и экспериментальное заражение цыплят цирковирусом определяет в целом сходный характер морфологических изменений в органах и тканях цыплят. При этом ведущие патологические процессы также развиваются в центральных органах кроветворения и иммуногенеза, сердечно-сосудистой системе и коже.

В костном мозге больных цыплят преобладают явления аплазии и ожирения (рис. 3). Они легко устанавливаются при продольном разрезе трубчатых костей, например бедренной или плюснево-заплюсневой. При аплазии костного мозга цвет последнего изменяется с темно-красного (норма) до серого, консистенция становится студневидной. При ожирении кроветворной ткани на разрезе кости выявляется светло-желтая полужидкая масса, напоминающая подсолнечное масло.

Следует отметить, что глубина поражений костного мозга была неодинаковой. Поэтому для учета степени патогенности вируса ИАЦ нами разработана 3-балльная система оценки морфологических изменений в костном мозге цыплят.

0 баллов («-«) — нет изменений. На продольном разрезе трубчатой кости (бедренной, большеберцовой) красный костный мозг равномерно распределен в эпифизах и диафизе. Желтый костный мозг не выявляется.

1 балл («+») — слабо выраженные изменения. На продольном разрезе трубчатой кости (бедренной, большеберцовой) красный костный мозг локализуется преимущественно в эпифизах. В диафизе выявляется преимущественно желтый костный мозг. Удельный объем красного костного мозга больше, чем желтого.

2 балла («++») — умеренные изменения — на продольном разрезе трубчатой кости (бедренной, большеберцовой) красный костный мозг локализуется преимущественно в эпифизах. Здесь же выявляются участки с ожирением. В диафизе выявляется только желтый костный мозг. Удельный объем желтого костного мозга больше, чем красного.

3 балла («+++») — выраженные изменения — на продольном разрезе трубчатой кости (бедренной, большеберцовой) полноценный красный костный мозг не выявляется. В эпифизах и диафизе присутствует только желтый костный мозг.

Дольки тимуса зараженных цыплят подвергались выраженной атрофии (линейные размеры и масса уменьшаются в несколько раз) и замещались жировой тканью (рис. 4, 5, 6). При этом установлено, что глубина поражений тимуса цыплят также была неодинаковой. Поэтому для учета степени патогенности вируса ИАЦ нами предложена 3-балльная система оценки морфологических изменений в тимусе:

0 баллов («-«) — нет изменений. Признаки атрофии долек и их ожирения не выражены.

1 балл («+») — слабо выраженные явления ожирения и атрофии долек. Объем долек тимуса заметно превышает объем окружающей жировой ткани.

2 балла («++») — явления атрофии и липидоза долек носят умеренный характер. При этом удельный объем жировой клетчатки не превышает удельный объем паренхимы долек.

3 балла («+++») — выраженные признаки склеротизации и ожирения долек. Объем жировой ткани визуально заметно больше, чем удельный объем паренхимы долек.

При изучении клоакальной бурсы и селезенки зараженных птиц отмечались слабовыраженные признаки атрофии. Кроме того, при па-тологоанатомическом вскрытии павших и вынужденно убитых цыплят отмечались точечные, пятнистые и полосчатые кровоизлияния в пере-мизии мышц грудины и шеи.

Рис. 3. Макрофото. Ожирение и аплазия костного мозга 15-дневного цыпленка опытной группы

Рис. 4. Макрофото. Атрофия тимуса у цыпленка опытной группы на 15 день после заражения вирусом ИАЦ

Рис. 5. Макрофото. Тимус 15-дневного цыпленка контрольной группы без структурных изменений

Рис. 6. Макрофото. Уменьшение линейных размеров тимуса у 21-дневного цыпленка опытной группы (слева) по сравнению с контролем (справа)

При наружном и внутреннем осмотре трупов выявлялись признаки малокровия. При этом кровь становилась жидкой, светло-красного цвета, плохо свертывалась. Явления гидремии четко коррелировали с гематологическими изменениями.

На фоне общей анемии практически во всех случаях развивались тяжелые расстройства гемодинамики в системе кожного покрова. Иногда наблюдались явления патоморфоза. Так, при спонтанной циркови-русной инфекции застойная гиперемия охватывала не только медиальные участки крыльев («синее крыло»), но и область грудных мышц, брюшной стенки и тазовых конечностей.

Кожа в этих участках, особенно в области брюшной стенки и грудины, приобретала темно-красный цвет, подсыхала, резко истончалась, легко разрывалась («сгорала»). При осложнении болезни бактериальными инфекциями в коже голени и пальцев появлялись глубокие некрозы и сухая гангрена (гангренозный дерматит).

Патологоанатомический диагноз классической формы ИАЦ у цыплят:

1. Общая анемия.

2. Аплазия и ожирение костного мозга.

3. Атрофия и липоматоз тимуса.

4. Гидремия.

5. Кровоизлияния в мышцах и слизистой оболочке железистого желудка.

6. Острая венозная гиперемия кожи в области крыльев («синее крыло»), грудины и ног.

7. Серозные, серозно-геморрагические отеки и кровоизлияния в подкожной клетчатке крыльев, грудины и коленного сустава.

8. Некрозы кожи в области головы, ног и крыльев (при осложнении условно-патогенной микрофлорой).

9. Зернистая дистрофия печени, милиарные очаги некроза в ней.

Следует отметить, что характерные морфологические признаки могут отмечаться только при классическом течении инфекционной анемии, которые наблюдаются у цыплят раннего (1-14-дневного) возраста, не имеющих родительских антител к вирусу ИАЦ. В настоящее время практически во всех странах мира проводится вакцинация родительского поголовья против ИАЦ с целью создания напряженного трансовариального иммунитета у цыплят раннего возраста. На этом фоне у вакцинированных цыплят 20-30-дневного возраста очень часто регистрируется латентное течение ИАЦ. При этом характерные патоло-гоанатомические и гистологические изменения не выявляются. Кроме того, ИАЦ очень часто протекает в ассоциации с другими вирусными инфекциями с развитием тяжелого комбинированного иммунодефицита. В таких случаях доминируют морфологические признаки осложняющих болезней — ИББ, реовирусной и пневмовирусной инфекций.

Патологоанатомический диагноз при латентном течении ИАЦ с наслоением в 20-30-дневном возрасте ИББ:

1. Выраженная атрофия, склероз и кистоз фабрициевой бурсы.

2. Атрофия, склероз и липоматоз тимуса.

3. Атрофия селезенки, железы Гардера и слепокишечных миндалин.

4. Острая венозная гиперемия кожи в области крыльев грудины и ног.

5. Серозные, серозно-геморрагические отеки и кровоизлияния в подкожной клетчатке крыльев, грудины и коленного сустава.

6. Зернистая дистрофия печени, милиарные очаги некроза в ней и селезенке.

7. Истощение, отставание в росте.

8. Неизмененный костный мозг, нет признаков анемии и гидремии.

Патологоанатомический диагноз ассоциативного течения ИАЦ

и реовирусной инфекции:

1. Серозно-геморрагический тендовагинит сухожилий пальцевых сгибателей.

2. Серозно-гнойное, гнойно-фибринозное воспаление плюсневых суставов.

3. Некроз эпифиза бедренной кости.

4. Острое катаральное воспаление слизистой оболочки 12-перстной и тощей кишок с наличием точечных и диффузных кровоизлияний.

5. Атрофия тимуса и фабрициевой бурсы.

6. Утолщение мякишей пальцев с наличием некрозов.

7. Серозно-геморрагический отек подкожной клетчатки в паховой области.

8. Кровоизлияния в бедреных и грудных мышцах и в коже.

9. Гематомы в области плюснево-заплюсневого сустава

10. Алопеции в области грудины, живота и спины.

11. Общая венозная гиперемия.

12. Постовариальная гипотрофия.

Патологоанатомический диагноз ассоциативного течения ИАЦ и пневмовирусной инфекции:

1. Цианоз кожи (у всех) и серозный отек подкожной клетчатки (у отдельных цыплят) в области грудины.

2. Точечные, полосчатые и диффузные кровоизлияния в области грудных, бедренных мышц.

3. Венозная гиперемия и атрофия тимуса.

4. Атрофия тимуса и фабрициевой бурсы.

5. Острый катаральный ринит, трахеит.

Заключение. Таким образом, экспериментальное и спонтанное заражение цыплят вирусом инфекционной анемии приводит к развитию у них тяжелых патологоанатомических изменений со стороны сердечно-сосудистой и иммунной систем. При этом наиболее выраженные и патогномоничные изменения развиваются в тимусе и костном мозге. На основании полученных результатов исследований нами предложена 3-балльная система оценки морфологических изменений в костном мозге и тимусе, использование которой позволяет определить степень патогенности вируса ИАЦ. При экспериментальном заражении СПФ-куриных эмбрионов вирусом ИАЦ в их организме развиваются сходные патологоанатомические изменения

ЛИТЕРАТУРА

1. Г у с е в а, Е. В. Инфекционная анемия цыплят: обзор литературы / Е. В. Гусева, Т. А. Сатина, Т. А. Фомина // ВНИИЗЖ. — Владимир, 1997. — 72 с.

2. Болезни домашних и сельскохозяйственных птиц / Б. У. Кэлнек [и др.] ; под ред. Б. У. Кэлнека, Х. Джона Барнса, Чарльза У. Биерда и др.; пер. с англ. И. Григорьева, С. Дорош, Н. Хрущева, И. Суровцев. — М.: АКВАРИУМ БУК, 2003. — С. 829-849.

3. Инфекционная анемия цыплят / А. С. Алиев [и др.] // Ветеринарная медицина. -2011. — № 1. — С. 49-53.

4. Серологический мониторинг инфекционной анемии цыплят и молекулярно-биологическая характеристика изолятов вируса / В. А. Лобанов [и др.] // Вестник Российской академии сельскохозяйственных наук. — 2003. — N° 2. — С. 66-69.

Инфекционная анемия цыплят

[Infectious chicken anaemia]

Впервые это заболевание зарегистрировано и описано в Японии в 1979 г. Позднее оно также диагностировано в США, Швеции, Германии, Великобритании. От цыплят, вакцинированных ВГИ, выявлено заболевание, характеризующееся высокой смертностью, некротическими поражениями и сильно выраженной атрофией тимуса и бурсы, а также поражениями, сходными с таковыми при БМ. Из почек больных цыплят изолирован вирус анемии цыплят (АЦ), названный ЦАА82—2 и вирулентный ВБМ, названный ВБМ82—2. При заражении цыплят обоими агентами (двойная инфекция) отмечалась ранняя гибель цыплят, связанная с сильным некрозом и уменьшением количества лимфоцитов в лимфоидных органах и аплазией костного мозга.

Клинические признаки и патологоанатомические изменения. К заболеванию наиболее чувствительны к вирусу АЦ цыплята 1—8-дневного возраста. При возникновении заболевания вирусом может поражаться до 60 % птиц. Отход в среднем составляет 10%. При сочетании вируса анемии цыплят с реовирусами наблюдается более тяжелое течение болезни. Аналогичные явления наблюдаются при ассоциации инфекционной анемии цыплят с БМ и ИББ. В естественных условиях возбудитель передается вертикальным путем — через яйцо. Появление первых вспышек инфекционной анемии цыплят в Японии и Германии связывают с иммунизацией птицы против БМ вакциной, контаминированной вирусом анемии цыплят. Последний поражает цыплят и реже кур, заболевание сопровождается инфицированием гемопоэтических клеток {включая костный мозг), внутрикожными и внутримышечными геморрагиями, а также вовлечением в процесс лимфоидной ткани.

У заболевших цыплят отмечают сильную депрессию, отсутствие аппетита, замедление роста, истощение. Слизистые оболочки, кожа бледные, костный мозг развит недостаточно с изменением цвета до желтого и белого. Часто наблюдается гангренозный дерматит. Очаговые поражения кожи локализуются в области головы, крыльев, грудной клетки, брюшка, бедра и голени. Из трещин кожи вытекает кровянисто-серозный эксудат. По-видимому, причиной дерматитов является секундарная микрофлора. Болезнь может протекать со слабо выраженными признаками или бессимптомно, что зависит от состояния иммунитета. В естественных условиях заболевают обычно цыплята в возрасте 5 недель, если родители не имели соответствующих AT.

Патологоанатомические изменения проявляются септическим некротическим дерматитом, гепатитом, целлюлитом, миозитом, фибринозно-гнойным некротическим бурситом. У цыплят, которым в суточном возрасте инокулировали внутримышечно шт. BI-TK 5803 вируса анемии цыплят отмечали снижение гематокрита и подавление прироста массы тела особенно на 12—20 день. У большинства цыплят на пике инфекции макроскопически обнаруживают желтоватый костный мозг, атрофию тимуса и бурсы, увеличение и обесцвечивание печени. Гистологические поражения выявлялись у зараженных вирусом анемии цыплят, сначала в костном мозге и тимусе (на 6-й днень), затем в бурсе, селезенке и печени. На ранней стадии заболевания в гемопоэтических клетках наблюдали нарушение плазменных мембран, вакуолизацию, наличие внутриядерных включений, состоящих из тонких гранул гомогенного материала. В дегенеративных клетках обнаруживались конгломераты вирусподобных частиц. Незрелые клетки изредка находили на 12-й днень после заражения. Активный эритропоэз возобновлялся на 20-й день или позже. У выживших цыплят большинство тканей восстанавливались через 32 дня.

Характеристика возбудителя. Вирионы диаметром 18—25 нм. Геном вируса представлен циркулярной однонитчатой ДНК. Вирус состоит из 32 пустотелых морфологических единиц (капсомеров), представляющих правильный Т-3 икосаэдр. По данным венгерских исследователей, диаметр вирионов — менее 50 нм. Клонирован полный геном ВАЦ, который использован для гибридизации с ДНК полевых изолятов вируса. Разработан метод точечной гибридизации с использованием нерадиоактивно-меченных зондов. Все полевые изоляты обнаруживали высокую степень идентичности с клонированной прототипной ДНК.

Вирус устойчив к эфиру, хлороформу, рН 3, выдерживает прогревание при 56 °С в течение 60 мин. Вирус, выделенный в Венгрии Bia-штамм устойчив к хлороформу, проявил АГ родство с референс-штаммом CUX-1. Полевой изолят EF-88/78/276 оказался устойчив к воздействию хлороформа и нагреванию до 70 °С в течение 5 мин (16). Раствор йода и 1 %-ный гипохлорит натрия полностью инактивируют вирус в культуре клеток. Он устойчив к действию таких жирорастворителей как этиловый и метиловый спирты, ацетону, хлороформу.

Культивирование. Вирус репродуцируется в КЭ, но не вызывает у них патологических изменений и гибели. Вирус анемии цыплят (CAV-BIA) был выделен в культуре клеток MDC-MSB1 от однодневных цыплят-бройлеров различных птицеферм Венгрии.

Экспериментальная инфекция. Легко воспроизводится гомогенатом печени от погибших птиц. Она проявляется существенным отставанием птиц в росте, апластической анемией и общей атрофией лимфоидных органов. При экспериментальном заражении общие потери составляют 7—8 %, кроме того 25 % цыплят не набирают необходимой массы к 7 недельному возрасту. У СПФ-цыплят породы леггорн при внутримышечном заражении полевым материалом развивался анемический синдром и возбудитель выделялся в культуре клеток MDCC-MSB1 из костного мозга и лимфоидной ткани инфицированных цыплят. У цыплят, находившихся в контакте с зараженными суточного возраста, симптомов болезни не отмечали, однако у всех цыплят на 30-й день опыта в сыворотках крови обнаруживали AT к ВАЦ. Ни в одном случае смертельных случаев не отмечали, но на 14-й день опыта при вскрытии обнаруживали выраженную атрофию зобной железы и бурсы, желтизну костного мозга, а у некоторых птиц — подкожные и внутримышечные кровоизлияния. При введении ВАЦ однодневным цыплятам в течение 10 дней у них развивалась апластическая анемия, причем снижалось число как эритроцитов, так и лейкоциитов и тромбоцитов. В период с 12-го по 24-й день около 50 % цыплят погибало. С возрастом чувствительность их уменьшалась. Материнские AT защищают цыплят от инфекции.

По данным Otary et al., основные клинические признаки у 9 обследованных экспериментально зараженных изолятами ЦАА82—2 и БМ82—2 цыплят отмечалось угнетенное состояние и слабость или параличи ног. При вскрытии у всех птиц находили утолщение плечевого, сидалищного и блуждающего нервов, а также сильно выраженную атрофию тимуса и бурсы. Микроскопические исследования выявляли от незначительной до обширной лимфоидную инфильтрацию периферических нервов всех птиц.

Вирус удавалось выделить из разных органов инфицированных птиц. О наличии инфекции у зараженных суточных цыплят судят по пониженному числу эритроцитов, наличию апластического процесса клеток MDCC-MSB1 из индуцированной ВБМ лимфомы.

Эпизоотологические особенности. Заболевание чаше возникает у бройлеров в возрасте 14—21 дня. При ассоциации вируса АЦ и реовирусов наблюдают более тяжелое течение болезни. Аналогичное явление наблюдается при ассоциации ИАЦ с болезнями Гамборо и Марека. Заражение японскими и немецкими изолятами вируса суточных цыплят вызывало анемию, атрофию лимфоидных органов и костного мозга и в некоторых случаях гибель до 30 % Цыплят. В естественных условиях возбудитель передавался потомству вертикальным путем — через яйцо. Горизонтальное распространение вируса связано с субклинической инфекцией. Вертикальная передача встречалась в результате первичной инфекции несушек. Как клиническая, так и субклиническая формы инфекции наносят хозяйству большой экономический ущерб. Появление первых вспышек ИАЦ в Японии и Германии связывают с иммунизацией птицы против БМ вакциной, контаминированной вирусом АЦ. Японские исследователи отмечают, что проводить дезобработку среды в присутствии птицы крайне трудно.

Специфическая профилактика. Для профилактики инфекционной анемии цыплят некоторые исследователи рекомендуют создавать иммунитет у родительского поголовья с целью обеспечения передачи материнских AT потомству. Такая устойчивость цыплят может сохраняться до 3 недель. В Германии создана экспериментальная эмбриональная вакцина.

Вирус анемии цыплят — обзор

Вирус инфекционной анемии цыплят

CIAV — это небольшой ДНК-вирус размером примерно 25 нм, в настоящее время принадлежащий к Circoviridae , род Gyrovirus, но, скорее всего, будет классифицирован как единственный род в Gyrovirinae irinae предлагаемого нового семейства Anelloviridae [72]. Он имеет одноцепочечный ковалентно замкнутый геном ДНК размером 2,3 т.п.н., который дает один полицистронный транскрипт, кодирующий три белка.Вирус чрезвычайно устойчив к дезинфицирующим средствам и может выдерживать тепловую обработку при 80 ° C в течение 15 минут. Из-за его повсеместного присутствия в куриных стадах, небольшого размера и устойчивости к физическим и химическим воздействиям он может присутствовать в качестве контаминанта в других вирусах, особенно если эти агенты размножаются в куриных яйцах с зародышем. Таким образом, он может стать мешающим фактором в исследованиях иммуносупрессивных свойств других патогенов.

Были рассмотрены патогенез и иммуносупрессия, вызываемые CIAV [5,73,74].Заражение цыплят может привести к клиническому заболеванию путем вертикальной передачи, которая происходит, когда куры впервые заражаются во время яйценоскости, или путем горизонтальной передачи в течение первых нескольких недель возраста. Однако большинство цыплят защищены от раннего заражения материнскими антителами, и клиническое заболевание проявляется нечасто. Инфекция после 3-недельного возраста в основном носит субклинический характер, но может привести к значительной иммуносупрессии. Развитие вирус-нейтрализующих (VN) антител имеет важное значение для ограничения репликации вируса, а иммуносупрессия, вызванная, например, IBDV, вовлечена в длительную репликацию CIAV.

Небольшой геном, кодирующий только три белка, VP1, VP2 и VP3 или апоптин, требует инфицирования делящихся клеток, чтобы использовать клеточный аппарат для репликации вирусной ДНК. VP1 — это капсид и единственный белок, присутствующий в вирионах, тогда как VP2 играет несколько ролей в репликации вируса. Апоптин вызывает апоптоз инфицированных клеток, и механизмы индукции апоптоза были подробно изучены, отчасти потому, что апоптин может использоваться в качестве потенциального противоракового лечения у людей [75,76].Делящиеся клетки, чувствительные к инфекции, представляют собой гемоцитобласты в костном мозге, предшественники Т-клеток в тимусе или делящиеся Т-клетки в ответ на антигенную стимуляцию. Заражение гемоцитобластов приводит к уменьшению количества эритроцитов, тромбоцитов и гранулоцитов. Потеря последних двух типов клеток важна, потому что тромбоциты и гранулоциты являются важными эффекторными клетками во время бактериальных инфекций, и, как следствие, вторичные бактериальные инфекции (например, «болезнь синего крыла») часто связаны с иммуносупрессией, индуцированной CIAV.

Adair et al. [77] сообщили, что CD3 ⁺ CD8 ⁺ TCRαβ клетки селезенки составляют основную CIAV-инфицированную популяцию в селезенке. Недавно Haridy et al. [78] сообщили, что инфицирование 4-недельных цыплят привело к умеренной потере клеток CD4 ⁺ и CD8 ⁺ в селезенке и тимусе. Инфекция у однодневных цыплят вызывает более серьезное истощение клеток CD4 ⁺ и CD8 ⁺ (например, [79]). Эффект репликации вируса в этих клетках особенно важен, когда репликация CIAV происходит одновременно с образованием цитотоксических Т-клеток (CTL) в ответ на вакцинацию или заражение вторым патогеном.Марковски-Гримсруд и Шат [80] сообщили об отсутствии REV-специфических CTL через 7 дней после коинфекции птиц REV и CIAV, когда CIAV активно реплицировался, на основании количественного анализа RT-PCR в реальном времени. Поскольку не было никакого влияния инфекции CIAV на транскрипцию IL-2 или IFN-γ на 7-й день ИП, было высказано предположение, что отсутствие патоген-специфичных CTL было вызвано CIAV-индуцированным апоптозом клеток CD8 ⁺ во время генерации. CTL. В отличие от воздействия на CTL, естественные клетки-киллеры (NK) не были затронуты инфекцией CIAV [81].Основываясь на своих исследованиях инфекции CIAV в клетках MSB-1, Peters et al. [82] предположили, что VP2 может также играть роль в иммуносупрессии посредством подавления антигенов класса I главного комплекса гистосовместимости (MHC). Важность этого наблюдения для иммуносупрессии трудно оценить, поскольку предполагается, что клетки, инфицированные CIAV, станут апоптозными.

Иммуносупрессия, вызванная CIAV, была причинно связана с увеличением частоты других заболеваний [5]. Например, инфекция CIAV может усугубить заболевание, вызванное вирусом инфекционного бронхита (IBV) [83], вероятно, влияя как на CMI, так и на ответы антител.Ван Гинкель и др. [84] продемонстрировали снижение местных антител к IBV в железе Хардера и слезной жидкости у цыплят, инфицированных CIAV. Этот эффект, скорее всего, был вызван уменьшением количества CD4 ⁺ Th-клеток в результате инфекции CIAV.

Влияние инфекции CIAV на цитокины не было хорошо изучено, и ранние исследования основывались на биоанализах, представляющих современное состояние в то время (обзор [85]). Совсем недавно количественные (q) ОТ-ПЦР-анализы были использованы для исследования влияния инфекции CIAV на цитокины в отношении репликации вируса.К сожалению, немногочисленные опубликованные результаты не включали эффект репликации вируса до 7 дней ИП, когда наблюдается высокий уровень репликации вируса [80,86]. В то время иммуносупрессивные эффекты уже проявляются при повреждении макрофагов [87] и CTL [80], но на уровни мРНК IFN-γ, IL-2 и IL-1β это не влияет [80].

Очевидно, необходимы дополнительные исследования с использованием количественных ОТ-ПЦР или иммуноферментных анализов (ИФА) для определения воздействия инфекции CIAV на цитокины, начиная с 2–3 дней ИП, поскольку вирусные антигены могут быть обнаружены в лимфоидных тканях и костях. костный мозг уже через 3–4 дня ИП [88].Интересно, что повреждение вилочковой железы и костного мозга было довольно обширным в течение 3–12 дней ИП, хотя относительно небольшое количество клеток в этих органах было положительным по вирусным антигенам. Коллапс тимуса, вероятно, является результатом повреждения сети цитокинов, необходимых для созревания Т-клеток. Подробные исследования ранних изменений цитокинов во время инфекции CIAV необходимы для понимания последующей иммуносупрессии.

Куриная анемия | Птичник

Введение

Вирусное заболевание цыплят, вызванное вирусом куриной анемии или CAV.До подтверждения того, что это действительно вирус, он был известен как агент куриной анемии или CAA.

Смертность обычно составляет 5-10%, но может достигать 60% при наличии предрасполагающих факторов, таких как интеркуррентное заболевание (аспергиллез, гумборо, гептатит с включениями и т. Д.) Или плохое управление (например, плохое качество подстилки).

Передача обычно вертикальная во время сероконверсии стада в несушке, боковая передача может привести к низкой продуктивности бройлеров.

Вирус устойчив к pH 2, эфиру, хлороформу, теплу (70 ° C в течение 1 часа, 80 ° C в течение 5 минут) и многим дезинфицирующим средствам даже в течение 2 часов при 37 ° C.Гипохлорит оказался наиболее эффективным in vitro .

Знаки

• Плохой рост.
• Бледные птицы.
• Внезапное повышение смертности (обычно в возрасте 13-16 дней).
• Нет клинических признаков или влияния на яйценоскость или плодовитость родительского стада во время сероконверсии.

Посмертные поражения

• Бледный костный мозг.
• ПКВ 5-15% (в норме 27-36%).
• Атрофия тимуса и бурсы.
• Обесцвечивание печени и почек.
• Гангренозный дерматит стоп, крыльев ног или шеи.
• Острая грибковая пневмония.

Диагностика

Грубые поражения, демонстрация продолжающейся сероконверсии в родительском стаде, вирус может быть изолирован в линии лимфобластоидных клеток (MDCC-MSB1).

Лечение

Хорошая гигиена и лечение, а также контроль над другими заболеваниями могут быть полезными. Если гангренозный дерматит является проблемой, может потребоваться периодическое лечение.

Профилактика

Для родителей доступны живые вакцины, степень их ослабления различна. Их следует использовать как минимум за 6 недель до сбора яиц для инкубации. Их использование может быть ограничено теми стадами, у которых не произошло сероконверсии, скажем, через 15 недель.

Иммунитет: есть хороший ответ на заражение в полевых условиях (у птиц старше 4 недель) и на ослабленные живые вакцины.

Серология: антитела развиваются через 3-6 недель после заражения и могут быть обнаружены с помощью SN, Elisa или IFA.

PoultryWorld — Вирус куриной анемии — CAV

Происхождение: Во всем мире.
Пораженные виды: Курица.
Возраст поражения: Молодые птицы, 12-28 дней.
Причины: Цирковирус диаметром 19-24 нм.
Эффекты: Инкубационный период 8-10 дней. Возможны анемия, снижение веса и смертность до 60%. Также может наблюдаться синеватое изменение цвета крыльев (болезнь синего крыла).

Причины

CAV — цирковирус диаметром 19-24 нм.Он вызывает острое или хроническое заболевание у молодых цыплят. Вирус распространяется горизонтально и вертикально.

Клинические признаки

Инкубационный период составляет 8-10 дней. Признаки включают анемию, снижение веса и смертность до 60%.

Посмертные поражения

Поражения включают атрофию тимуса, желтый или розовый цвет костного мозга, атрофию бурсальной сумки, отек и пятнистость печени, а также кровотечения в преджелудочках и мышцах.Также может наблюдаться синеватое изменение цвета крыльев (болезнь синего крыла).

Диагностика

Характерна апластическая анемия с крупными поражениями (опухание печени). Выделение вируса из печени в клетках MSB1, идентификация флуоресцентными конъюгированными антисыворотками и ПЦР являются диагностическими. Серологические тесты включают нейтрализацию вируса в клетках MSB1 и ELISA.

Лечение и контроль

P re v e n t io n
Цыплята, полученные из иммунного (подвергнутого воздействию) родительского стада, обладают иммунитетом.
Контакт молодок с инфицированным пометом до яйцекладки вызовет защитный материнский иммунитет у потомства, но рискует заразить птиц другими болезнями. Доступна живая вакцина для заводчиков. Он контролирует анемию у птиц, но иммуносупрессия может проявляться у потомства вакцинированных птиц.

T re a t m e n t
Нет.

одновременных инфекций, вызванных инфекционной анемией цыплят и инфекционным заболеванием бурсальной полости, у молодок в возрасте 5 недель в Джосе, штат Плато, Нигерия

Сопутствующие инфекции инфекционной анемии цыплят и инфекционной бурсальной болезни у пятинедельных молодок в Джосе, штат Плато, Нигерия

Адедеджи А.J1 *, Сати N.M1, Pewan S..B1, Ogbu K.I2, Adole J.A, Lazarus D.D1, Ijiwo S.J4, Okpanachi A3, Nwagbo I.O1, Joannis, T.M1 и Abdu P.A3

1 Национальный институт ветеринарных исследований, Вом, Нигерия; 2Федеральный колледж ветеринарии и технологий производства, Вом, Нигерия; 3Факультет ветеринарной медицины, Национальный институт ветеринарных исследований, Вом, Нигерия, Университет Ахмаду Белло, Зария, Нигерия; 4 Университет Абубакара Тафава Балева, Баучи, Нигерия.

Редактор

| Мухаммад Абубакар, Национальные ветеринарные лаборатории, Парк-роуд, Исламабад, Пакистан.

Поступило | 01 сентября 2016 г .; Принято | 10 октября 2016 г .; Опубликовано | 20 октября 2016 г.

* Переписка | Адедеджи А.Дж., Национальный институт ветеринарных исследований, Вом, Нигерия; Электронная почта: [email protected]

Цитирование | Адедеджи, А.Дж., Н.М. Сати, С.Б. Певан, К. Огбу, Я. Адол, Д. Лазарь, С.Дж. Идживо, А. Окпаначи, И.О. Нвагбо, Т. Джоаннис и П.А. Абду. 2016. Сопутствующие инфекции инфекционной анемии цыплят и инфекционной бурсальной болезни у 5-недельных молодок в Джосе, штат Плато, Нигерия.Ветеринарные науки: исследования и обзоры, 2 (3): 60-65.

DOI | http://dx.doi.org/10.17582/journal.vsrr/2016.2.3.60.65

Введение

Инфекционная анемия цыплят (ИАК) — это вирусное заболевание кур, которое вызывает апластическую анемию и атрофию тимуса (McNulty, 1997; Smyth and Schat, 2013). Вирус куриной анемии (CAV) этиология CIA был впервые обнаружен при исследовании зараженной вакцины против болезни Марека (MD) в 1979 году (Yuasa et al., 1979).Вирус куриной анемии принадлежит к роду Circovirus семейства Circoviridae и представляет собой небольшой, икосаэдрический и очень стабильный ДНК-вирус без оболочки, который передается вертикально и горизонтально (McNulty and Todd, 2008; Smyth and Schat, 2013). Клинические признаки ЦРУ включают депрессию, нежелание двигаться, взъерошенные перья, опущенные крылья и бледность гребней, клювов и слизистых оболочек. За последние три десятилетия ЦРУ превратилось в новое экономически важное заболевание, связанное с иммуносупрессией и субклиническим заболеванием, приводящим к усилению инфицирования вторичными вирусными, бактериальными или грибковыми агентами (Oluwayelu, 2010).Иммуносупрессия в результате CAV-инфекции также может привести к неудачам вакцинации из-за плохого ответа на вакцинацию в результате повреждения костного мозга и предотвращения регенерации лимфоидных органов (Haridy et al., 2009; Oluwayelu, 2010). Экономические потери из-за CAV-инфекций возникают из-за плохого роста, повышенной смертности и стоимости антибиотиков, используемых для борьбы с вторичными бактериальными инфекциями (McNulty, 1991). Сообщалось, что чистый доход на 1000 голов, коэффициент конверсии корма и средний вес на птицу были ниже в стадах с антителами к CAV по сравнению с группами без них (Oluwayelu, 2010).В другом отчете наблюдалась потеря чистой прибыли примерно на 18,5% из-за снижения веса при переработке и увеличения смертности у CAV-инфицированных птиц (McIlroy et al. 1992).

Инфекционная бурсальная болезнь (ВБК) — это острое высококонтагиозное вирусное заболевание, вызываемое в основном молодыми цыплятами, с высокой заболеваемостью и смертностью, вызываемой вирусом ВЗК (ВБК). IBDV — это двухцепочечный РНК-вирус, принадлежащий к роду Avibirnavirus в семействе Birnaviridae (Rosenberger et al., 2008; Dolz and Majo, 2013).Впервые о нем было сообщено в начале 1960-х годов в Соединенных Штатах Америки (Dolz and Majo, 2013). В последние годы появились острые формы заболевания, разрушительно сказавшиеся на птицеводстве (Dolz, Majo, 2013). Фактически, IBD представляет собой серьезную угрозу для птицеводческой отрасли во всем мире (van den Berg, 2000; Dolz and Majo, 2013). Вирус передается горизонтально оральным или респираторным путем при прямом контакте с инфицированными цыплятами или при прямом контакте с зараженными фомитами (Dolz and Majo, 2013).Клинические признаки ВЗК включают анорексию, взъерошенность перьев, диарею, прострацию и смерть (Dolz and Majo, 2013).

Материалы и методы

История болезни

В мае 2014 г. смертность была зарегистрирована у 5 000 5-недельных молодок на коммерческой птицефабрике в Джосе. Смертность наблюдалась в одном из семи загонов на участке выращивания. Птицы не кормили и сбились в кучу. Это были Хай-Лайн и Айза Браун. Птицы были вакцинированы против IBD в 9 и 21 день и против болезни Ньюкасла (ND) в 16-дневном возрасте.Анамнез также показал, что на ферме была зарегистрирована вспышка ВЗК в феврале 2014 года. Клиническими признаками, наблюдаемыми после посещения фермы, были прострация, взъерошенность перьев, зеленовато-желтоватая диарея, анорексия и заболеваемость более 80%. Смертность регистрировалась между 1 и 6 днями появления клинических признаков, и 79,12% (3956) птиц умерли от болезни (рис. 1, 2 и 3).

Результаты патологоанатомического исследования

Патологоанатомическое исследование выявило экхимотические кровоизлияния в мышцах груди и бедра, кровоизлияния в области соединения преджелудка и желудка, сильно увеличенный и геморрагический BF и увеличенную селезенку (рис. 4, 5 и 6).Бурса Фабрициуса была получена для лабораторной диагностики.

Обработка Бурсы Фабрициуса

Бурсы Фабрициуса (BF) мертвых цыплят с фермы были извлечены и хранились при -20 ° C в лаборатории в течение четырех месяцев, пока они не были обработаны. BF гомогенизировали с помощью ступки и пестика. Забуференный фосфатом физиологический раствор (PBS) (pH 7,4) добавляли к гомогенизированному BF в соотношении 1 мл PBS к 1 грамму BF и центрифугировали при 3000 об / мин в течение 10 минут.Супернатант сливали в бутыль для образцов и хранили в морозильной камере. Осадок смешивали с 10% формалином и сбрасывали в печь для сжигания. Тест иммунодиффузии в агаровом геле (AGID) использовали для обнаружения антигенов IBDV и ПЦР для CAV.

Тест иммунодиффузии в агар-геле (AGID)

Антигены IBD были обнаружены с помощью теста AGID. Образцы помещали в лунки против антигена IBDV. 25 мкл сыворотки помещали в периферические лунки против 25 мкл антигена IBD в центральные лунки и инкубировали во влажной камере в течение 3 дней при комнатной температуре (22-30 ° C).Положительными на антитела к IBD были лунки с линиями преципитина между центральными лунками, содержащими антиген IBD, и периферическими лунками, содержащими сыворотку (OIE, 2008).

Экстракция ДНК для ПЦР

ДНК

экстрагировали из гомогената ткани с использованием мини-экстракции ДНК QIAamp® (QIAGEN, Hilden, Германия) в соответствии с инструкциями производителя. До использования ДНК хранили при -20 ° C.

Полимеразная цепная реакция

Полимеразную цепную реакцию

проводили для амплификации области 186 п.н. высококонсервативного гена, кодирующего VP2 CAV.Использовались следующие праймеры: 5 ’GCA GTA GGT ATA CGC AAG GC 3’ (прямой) и 5 ​​’CTG AAC GTT GAT GGT C 3’ (обратный), и были синтезированы, как опубликовано Eltahir et al. (2011). Реакцию проводили в реакционном объеме 50 мкл, состоящем из 2 мкл ДНК, 5 мкл 10-кратного реакционного буфера (трис-соляная кислота), 2 мМ dNTP, 1,8 мМ MgCl2, 1 ед. ДНК-полимеразы Taq, 20 пмоль каждого праймера. , и вода, свободная от нуклеаз. Реакции в термоциклере для ПЦР (GeneAmp, Applied Biosystem, США) состояли из денатурации в течение 2 минут при 94 ° C с последующими 35 циклами денатурации в течение 30 секунд при 94 ° C, отжига в течение 30 секунд при 60 ° C и удлинения в течение 1 минуты. при 72 ° С.После окончательного удлинения при 72 ° C в течение 7 мин образцы выдерживали при 4 ° C.

Результаты

Тест иммунодиффузии в агар-геле (AGID)

Антиген против IBDV был обнаружен с помощью AGID (фиг. 7). Линия преципитации была видна на положительном контроле (+ ve) и образцах, обозначенных A. Линия вокруг отрицательного контроля (-ve) отсутствовала. Образец сумки, проверенный на антиген IBDV, был положительным, на что указывало присутствие линии преципитина (фигура 7).

Обнаружение ДНК вируса анемии цыплят в бурсе Фабрициуса методом ПЦР

Анализ с помощью электрофореза в агаровом геле показал единственный фрагмент ДНК размером 186 п.н., полученный из ДНК, экстрагированной из бурсы, подвергнутой ПЦР-амплификации (фиг. 8).Размер продукта ПЦР на дорожке 1 и дорожке 2, которые представляют собой образцы ДНК, был таким же, как продукт положительного контроля CAV на дорожке 3. Лестница составляла 50 пар оснований.

Обсуждение

Сопутствующие инфекции КАВ и других болезней домашней птицы распространены в коммерческих птицеводческих хозяйствах, а птицы в условиях интенсивного выращивания уязвимы для иммуносупрессии (Hoerr, 2010; Smyth and Schat, 2013). Эпидемиологические данные показывают, что CAV и IBDV вызывают проблемы на коммерческих птицеводческих фермах, несмотря на материнский иммунитет и вакцинацию (Toro et al., 2009). Вирус куриной анемии и IBDV устойчивы к химическим и физическим агентам, вирусы сохраняются в помещениях птицефабрики и, следовательно, затрудняют борьбу с ними (Schat and van Santen, 2008; Toro et al., 2009). В этом отчете CIA изначально не было дифференциальным диагнозом, потому что клинические признаки и крупные поражения сильно указывали на ВЗК, что отвлекло внимание клинициста от возможной одновременной вспышки ЦИА и ВЗК. При очень вирулентной ВЗК (vvIBD) обычно наблюдаются сильно воспаленный и геморрагический БФ и кровоизлияния в соединении преджелудка и желудка (Smyth and Schat, 2013; Abdu, 2014).Сходство клинических проявлений CIA и IBD, основанное на возрасте пораженных птиц, клинических признаках и крупных поражениях, затрудняет диагностику CIA в полевых условиях в случае коинфекции IBD без лабораторного скрининга, как первоначально было описано в этом отчете (Adair, 2000). ). Кроме того, полевые вспышки с участием молодых цыплят с признаками взъерошенных перьев, депрессии, грубых мышечных кровоизлияний и высокой смертности связаны только с ВЗК, что приводит к возможной ошибочной диагностике только ЦИА или сочетанной инфекции с ВЗК (Oluwayelu et al., 2005; Смит и Шат, 2013). Кровоизлияния, наблюдаемые у кур с ВЗК, в некоторых случаях могут быть следствием КАВ, а не только инфекции ВБК (Schat and van Santen 2008).

Обнаружение КАВ в этом отчете о случае было проведено ретроспективно с использованием ПЦР из-за истории повторяющихся и тяжелых вспышек ВЗК на ферме, несмотря на все необходимые вакцинации и меры биобезопасности, принятые фермером для предотвращения таких вспышек. Из предыдущих отчетов в Нигерии, КАВ был ретроспективно обнаружен с помощью ПЦР и изолирован от случаев, изначально диагностированных только как ВЗК (Oluwayelu et al., 2005; Олувайелу, 2010; Owoade et al., 2010). Аналогичным образом, исследование, проведенное в Зарии (Нигерия) и окрестностях, показало, что 57,4% цыплят, протестированных на антитела к CIA, были положительными, а 38,3% были серопозитивными на антитела как CIA, так и IBD (Okpanachi, 2015). Приведенные выше отчеты дополнительно проясняют тот факт, что CAV циркулирует в стадах домашней птицы в Нигерии, но CIA обычно не диагностируется в полевых условиях.

Высокая заболеваемость и смертность стада в этом отчете может быть результатом иммуносупрессии, вызванной субклинической инфекцией CAV, которая усугубила инфекцию IBDV в стаде, хотя птицы были вакцинированы против IBD, они не тестировались после вакцинации, чтобы определить, была ли вакцинация предоставил иммунитет против IBD.Сообщалось об увеличении заболеваемости и смертности при сопутствующих инфекциях CAV с IBDV в результате индуцированной вирусом иммуносупрессии (Schat and van Santen 2008; Hoerr, 2010). Экспериментально было продемонстрировано, что вирус куриной анемии усиливает патогенность вирусов IBD, MD и ND (Adair, 2000; Smyth and Schat, 2013). Исследования также показали, что существует синергетический эффект между CAV и IBDV, и оба вируса усиливают действие друг друга, предотвращая иммунный ответ птиц (Toro et al., 2009; Хёрр, 2010).

Заключение и рекомендации

Это подтвержденный случай CIA и IBD в стае и первый отчет о естественном сочетанном заражении CAV и IBDV у промышленных молодок в Нигерии. На других птицеводческих фермах рекомендуются улучшенные методы биобезопасности для предотвращения коинфекции CAV и IBDV. Заводчики должны быть вакцинированы против CIA, чтобы предотвратить передачу CAV, но одновременно разрешить передачу материнских антител их потомству.Клиницисты в этой области должны также и всегда включать CIA в качестве дифференциального диагноза IBD. Рекомендуется провести национальный эпиднадзор для определения правильного и текущего статуса инфекции CIA в Нигерии и штаммов IBDV, вызывающих заболевание в исходе.

Благодарность

Мы выражаем признательность Национальному институту ветеринарных исследований, Вом, Нигерия, где был проведен лабораторный анализ. Мы также хотели бы поблагодарить г-на Исмаила Шитту, который пожертвовал праймеры, использованные для ПЦР, мисс Ннека Чима, Дайка Йоханна Дайек и Адриана Магуду, которые помогли с лабораторным анализом.

Конфликт интересов

В этом исследовании нет конфликта интересов.

Авторский вклад

APA, AAJ, PSB, ISJ и JTM разработали работу, провели полевые работы и собрали образцы, AJA, NIO, OA провели лабораторные исследования, APA, AAJ, SNM, OKI, LDD и NIO написали рукопись и все прочитали и одобрил рукопись.

Список литературы

• • Абду П.А. 2014. Болезнь Гамборо.Руководство по основным болезням домашней птицы в Нигерии, 3-е издание, 5 и 6 Ventures, стр. 16-30.
• • Адэр, Б.М. Иммунопатогенез вирусной инфекции куриной анемии. Развитие и сравнительная иммунология, 2000; 24: 247-255. https://doi.org/10.1016/S0145-305X(99)00076-2
• • Dolz, R. and Majo. Н. 2013. Вирус-индуцированная иммуносупрессия: Инфекционная бурсальная болезнь. В: Иммуосупрессивные болезни домашней птицы (ред. Гимено, И. М.), Grupo Asis Biomedia, Zazagoza. С. 67-87.
• • Эльтахир, Ю.М., Цянь, К., Цзинь, В., Ван, П., Цинь, А. Молекулярная эпидемиология вируса анемии кур на коммерческих фермах в Китае. Журнал вирусологии, 2011; 8: 145. https://doi.org/10.1186/1743-422X-8-145
• • Хариди, М., Горё, М., Сасаки, Дж., Окада, К. Патологическое и иммуногистохимическое исследование цыплят с сочетанной инфекцией вируса болезни Марека и вируса анемии цыплят. Патология птиц, 2009; 38: 469-483. https://doi.org/10.1080/03079450⁹¹⁶²
• • Хёрр, Ф. Дж. Клинический аспект иммуносупрессии у домашней птицы.Болезни птиц, 2010; 54: 2-12. https://doi.org/10.1637/8909-043009-Review.1
• • Имаи, К., Мейс, М., Цукамото, К., Хихара, Х. и Юаса, Н. Стойкая инфекция вирусом куриной анемии и некоторые эффекты инфицирования вирусом высоковирулентной инфекционной бурсальной болезни на ее устойчивость. Исследования в области ветеринарии, 1999; 67: 233-238. https://doi.org/10.1053/rvsc.1999.0313
• • Макилрой, С.Г., МакНалти, М.С., Брюс, Д.У., Смит, Дж. А., Гудолл, Е. А. и Алкорн, М.Дж.Экономические последствия клинической инфекции возбудителя куриной анемии для прибыльного производства бройлеров.Болезни птиц, 1992; 36: 566-574. https://doi.org/10.2307/1591750
• • МакНалти, М.С. Возбудитель куриной анемии: обзор. Патология птиц, 1991; 20: 187-203. https://doi.org/10.1080/03079459108418756
• • Макналти, M.S. Вирус куриной анемии — взгляд в будущее. Британская птицеводческая наука, 1997: 38: 7-13. https://doi.org/10.1080/00071669708417935
• • Макналти, M.S. и Тодд, Д. 2008. Вирус куриной анемии. В: Лабораторное руководство по изоляции и идентификации птичьих патогенов (ред.Завала, Л.Д., Д.Е. Суэйн, Дж.Р. Глиссон, Дж. Э. Пирсон, У. Рид, М.В. Джеквуд и Вулкок) 5-е изд. Американская ассоциация птичьих патологов, Джеконвилл, Флорида, стр. 124–127.
• • МЭБ. 2008. Всемирная организация здоровья животных: Руководство по диагностическим тестам и вакцинам для наземных животных. Инфекционная бурсальная болезнь (болезнь Гамборо), Париж, стр. 549-565.
• • Окпаначи, А.А. 2015. Обследование на инфекционную анемию кур и инфекционную бурсальную болезнь в Зарии и окрестностях, штат Кадуна, Нигерия.Диссертация на соискание степени магистра, Университет Ахмаду Белло, Зария, Нигерия, стр. 82.
• • Олувайелу, Д.О. Диагностика и эпидемиология инфекционной анемии кур в Африке. Африканский журнал биотехнологии, 2010 г .; 9 (14): 2043-2049.
• • Олувайелу, Д.О., Тодд, Д., Болл, Н. У., Скотт А. Н. Дж., Оладеле, О. А., Эмикпе, Б. О., Фагбохун, О. А., Овоад, А. А., Олалай, О. Д. Выделение и предварительная характеристика вируса анемии цыплят от цыплят в Нигерии. Болезни птиц, 2005 г .; 49: 446-450. https: // doi.org / 10.1637 / 7339-020705R.1
• • Owoade, A.A., Iyiola, S.H., Oni, O.O. Сообщение о смешанном заражении вирусами инфекционной бурсальной болезни и инфекционной анемии цыплят. Журнал естественных наук, инженерии и технологий, 2010; 9 (1): 1-5.
• • Rosenberger, J.K. Саиф М.Ю., Джеквуд Д.Дж., 2008. Вирус куриной анемии. В: Лабораторное руководство по изоляции и идентификации птичьих патогенов (ред. Завала, Л. Д., Д. Е. Суэйн, Дж. Р. Глиссон, Дж. Е. Пирсон, В. М. Рид, М.W. Jackwood and Woolcock) 5-е изд. Американская ассоциация птичьих патологов, Джеконвилл, Флорида, стр. 188-194.
• • Шат, К., А., Скиннер, М.А. 2008. Иммуносупрессивные заболевания птиц и уклонение от иммунитета. В: Иммунология птиц, Academic Press, Elsevier, стр. 299-329. https://doi.org/10.1016/B978-012370634-8.50019-6
• • Щат К.А. и ван Сантен, В. 2008. Инфекционная анемия цыплят. В: Болезни домашней птицы (ред. Саиф Ю.М., А.М. Фадли, Дж.Р. Глиссион, Л.Р. Макдугалд, Л.К.Нолан и Д. Суэйн), 12-е изд., Blackwell Publishing, Эймс, Айова, США, стр. 211-236.
• • Смит, Дж. А. и Щат К.А. 2013. Вирус-индуцированная иммуносупрессия: инфекционная анемия цыплят. В: Иммуосупрессивные болезни домашней птицы (изд. Gimeno, I.M), Grupo Asis Biomedia, Zazagoza, стр. 91-114.
• • Торо, Х., Ван Сатен, В.Б., Хёрр, Ф.Дж., Бридлав, С. Воздействие вируса куриной анемии и вируса инфекционной бурсальной болезни на коммерческих кур. Болезни птиц, 2009 г .; 53 (1): 94-102.https://doi.org/10.1637/8455-082208-Reg.1
• • van den Berg, T.P. Острая инфекционная бурсальная болезнь птицы: обзор. Патология птиц, 2000; 29 (3): 175-194. https://doi.org/10.1080/03079450050045431
• • Yuasa, N., Taniguchi, T. и Yoshida, I. Изоляция и некоторые характеристики возбудителя, вызывающего анемию у цыплят. Болезни птиц, 1979; 23: 366-385. https://doi.org/10.2307/1589567

Ветеринарная медицинская ассоциация Ямайки

Инфекционная анемия цыплят (болезнь синего крыла) — это вирусное заболевание кур, вызываемое вирусом куриной анемии (CAV).Он вызывается вирусом Gyrovirus из семейства Circoviridae и впервые был изолирован в Японии в 1979 году, но теперь известно, что он встречается во всем мире. Клиническое заболевание встречается у кур, но инфекция обнаружена у индеек и перепелов ³ .

Он может инфицировать цыплят любого возраста, но клиническое заболевание обычно проявляется в первые две недели жизни. ¹ , когда птицы становятся более устойчивыми по мере взросления. Однако сопутствующие инфекции, вызванные иммунодепрессантами, такими как вирусы инфекционной бурсальной болезни или болезни Марека, могут препятствовать развитию возрастной резистентности. ³ .Передача является как вертикальной, так и горизонтальной, при этом цыплята, вылупившиеся из инфицированных яиц, являются виремическими и передают вирус неинфицированным цыплятам через фекалии и перья ³ . Зараженные петухи могут передавать вирус через сперму ³ . Зараженные птицы старшего возраста претерпевают сероконверсию и приобретают иммунитет. ³ . Заводчики с сероконверсией передают своим цыплятам защитные антитела, поэтому у них не будет клинических проявлений заболевания.

Вирус в первую очередь поражает иммунную и кроветворную системы, особенно поражает вилочковую железу.Это приводит к уменьшению циркуляции Т-лимфоцитов и эритроцитов.

Клинические признаки болезни ⁴ включают бледность, депрессию и плохой рост. Обычно в возрасте около 2 недель может наблюдаться значительный и внезапный рост смертности. Подкожные кровоизлияния могут быть замечены на крыльях и скакательных суставах, вызывая синеватый оттенок (отсюда и название болезни синего крыла). Гематокрит может находиться в диапазоне 5-15% (в норме 27-36%). Иммуносупрессия может привести к оппортунистическим инфекциям, таким как гангренозный дерматит и грибковая пневмония.У инфицированных взрослых птиц клинических признаков не наблюдается.

Посмертные поражения ⁴ включают общую бледность, атрофию тимуса и бурсальной сумки, бледность костного мозга и изменение цвета печени и почек. Могут наблюдаться кровотечения в преджелудке. Могут присутствовать признаки гангренозного дерматита или пневмонии. Гистологическое исследование вилочковой железы или сумки Фабрициуса покажет истощение лимфоцитов.

Диагноз основывается на патологоанатомическом исследовании и серологическом исследовании или ПЦР ^1,3,4 .Мониторинг CAV проводится на Ямайке с использованием теста ELISA от IDEXX Laboratories.

Нет лечения. Вторичные бактериальные инфекции можно лечить соответствующими антибиотиками.

Профилактика Стратегии включают вакцинацию и общую гигиену. Живые аттенуированные вакцины используются либо для инъекций, либо для введения питьевой воды родительскому стаду до начала яйцекладки. Обычно это делается в возрасте от 12 до 15 недель, чтобы дать время для сероконверсии ² .Также использовалось прямое использование инфицированного материала (подстилки или гомогенатов тканей инфицированных птиц) для заражения стада перед размножением, что опять же дает время для сероконверсии. Серологическое тестирование может быть использовано для установления сероконверсии.

На Ямайке племенных цыплят-несушек и цыплят-несушек регулярно вакцинируют против вируса анемии цыплят, и, таким образом, это не представляет серьезной проблемы для птицеводства. Тем не менее, это одно из заболеваний, которое необходимо учитывать при рассмотрении случаев смертности молодых растущих цыплят.

Обнаружение и характеристика вируса анемии цыплят у промышленных цыплят-бройлеров | Журнал вирусологии

Бройлерные фермы

Образцы тканей и крови были собраны на 12 коммерческих птицеводческих фермах, расположенных в трех штатах полуостровной Малайзии. Фермы не были вакцинированы против КАВ, и образцы были собраны у 60 родительских кур-бройлеров в возрасте от 25 до 35 недель.

Сбор образцов

Всего было собрано 420 образцов органов.Селезенка, тимус, печень, костный мозг, двенадцатиперстная кишка, яичники и яйцеводы были органами, взятыми у каждой курицы. Образцы крови были собраны у 52 кур-бройлеров-племенных кур путем вено-пункции крыловой вены. Сыворотки отделяли и хранили при -20 ° C до использования.

Десять яиц были также собраны с каждой фермы и инкубированы в течение 18–20 дней. Перед вылуплением у отдельных эмбрионов были собраны объединенные образцы эмбриональных органов, состоящие из тимуса, бурсы Фабрициуса и селезенки вместе с мембраной скорлупы яйца (ESM).Образцы тканей кур и эмбрионов хранили при -20 ° C до экстракции ДНК.

Экстракция ДНК из образцов

ДНК была извлечена из 420 образцов тканей кур и 52 объединенных образцов эмбрионов. Вкратце, образцы тканей (1–5 мг) гомогенизировали в физиологическом растворе с фосфатным буфером (PBS) путем измельчения с помощью ступки и пестика. Затем гомогенат (~ 700 мкл) переносили в пробирку Эппендорфа объемом 1,5 мл и центрифугировали при 13000 об / мин в течение 1 минуты. Затем супернатант переносили в новую микроцентрифужную пробирку.Экстракцию ДНК проводили с использованием полного набора для очистки ДНК и РНК MasterPure (Epicenter, Madison, WI), следуя инструкциям производителя с некоторыми изменениями. Концентрацию и чистоту экстрагированных ДНК определяли на спектрофотометре (Beckman, США) по методу, описанному Sambrook et al . [26].

Обнаружение CAV с помощью анализа вложенной ПЦР

Выделенную ДНК сначала проверяли на ДНК CAV с использованием высокочувствительной вложенной ПЦР с обнаружением, как ранее описано Cardona et al .[18] с небольшими изменениями. Первую стадию реакции ПЦР проводили с использованием 20 пмоль каждого из праймеров O3F и O3R, амплифицирующих фрагмент 386 п.н. гена VP3 [18]. Реакцию ПЦР проводили в общем объеме 25 мкл с использованием следующих параметров цикла: начальная денатурация 94 ° C в течение 2 минут, затем 35 циклов денатурации, отжига и удлинения при 94 ° C в течение 2 минут, 50 ° C в течение 2 минут. 1 мин и 72 ° C в течение 1 мин, соответственно, а окончательное удлинение проводили при 72 ° C в течение 3 минут.Затем аликвоту первой реакции ПЦР (1 мкл) добавляли к 24 мкл новой мастер-смеси (общий объем 25 мкл), содержащей 20 пмоль вложенных праймеров N3 и праймера N4 для амплификации вложенного фрагмента гена VP3 размером 209 п.н. как сообщает Cardona et al . [18]. Анализ вложенной ПЦР проводили в термоциклере MyCycler ^® (Bio-Rad, Геркулес, Калифорния, США). Продукты ПЦР анализировали электрофорезом в 1,8% агарозном геле, и фотографии делали с использованием системы Bio Imaging в программе GeneSnap (SynGene, Кембридж, Великобритания).

Амплификация частичного гена VP1 для секвенирования

образцов селезенки из каждой фермы, которые были обнаружены CAV-положительными с помощью анализа вложенной ПЦР VP3, использовали для амплификации частичного гена VP1 с использованием праймеров VP1F и VP1R для первого раунда амплификации, как описано Natesan et al. al . [22]. Вложенный фрагмент первого раунда амплификации амплифицировали с использованием праймеров O1F и PshA1R [18]. Условия первого раунда ПЦР выполнялись с использованием следующих параметров цикла: начальная денатурация 94 ° C в течение 4 минут, затем 35 циклов денатурации, отжига и удлинения при 94 ° C в течение 1 минуты, 57 ° C в течение 1 минуты и 72 °. C в течение 2 минут соответственно, а окончательное удлинение проводили при 72 ° C в течение 8 минут.Второй синтез проводили в 50 мкл реакционной смеси с 1 мкл первого продукта реакции ПЦР и параметрами цикла, аналогичными описанным для ПЦР с вложенным детектированием. Продукты ПЦР подвергали электрофорезу в 1,6% агарозном геле и очищали от геля с использованием набора GeneAll ^® (General Biosystem Inc., Корея), следуя прилагаемым инструкциям.

Последовательность и филогенетический анализ

Используя очищенные в геле продукты ПЦР, частичные нуклеотидные последовательности гена VP1 определяли прямым секвенированием в обоих направлениях с использованием вложенных праймеров O1F и PshA1R.Реакции секвенирования проводили в термоциклере MJ Research PTC-225 Peltier с использованием наборов для секвенирования цикла терминатора ABI PRISM ^® BigDye TM с ДНК-полимеразой AmpliTaq (фермент FS) (Applied Biosystems, Калифорния, США). Каждый образец секвенировали трижды, чтобы подтвердить согласованность результатов секвенирования. Последовательности ДНК

12 изолятов CAV были выровнены и сравнены с 20 местными и чужеродными изолятами CAV, полученными из базы данных GenBank. Последовательности гена VP1 для изученных малазийских изолятов были представлены в GenBank под следующими номерами доступа: MF1A [FJ167513]; MF3C [FJ167514]; M1B1 [FJ167515]; M3B5 [FJ167516]; NF1D [FJ167517]; NF2C [FJ167518]; NF3A [FJ167519]; NF4A [FJ167520]; P12B [FJ167521]; P24A [FJ167522]; PYT4 [FJ167523]; PPW4 [FJ167524].Полученные CAV-изоляты с названием последовательности, номерами доступа в GenBank (в квадратных скобках) и страной выглядят следующим образом: Cux-1 [M-M55918], Германия; Cux-1N [NC001427], Германия; SMSC-1 [AF285882], Малайзия; SMSC-1P60 [AF3], Малайзия; 3-1 [AF3

], Малайзия; 3-1P60 [AY040632], Малайзия; BL-5 [AF527037], Малайзия; BL-5 / P90 [AY150576], Малайзия; Изолятор 704 [U65414], Австралия; CIA-1 [L14767], США; ConnB [U69548], США; Дель-Рос [AF313470], США; 26P4 [D10068], США; Китай [AF448446]; A2- [AB031296], Япония; BD-3 [AF395114], Бангладеш; CAV-A [AY583755], Индия; CAV-B [AY583756], Индия; NIE / 19.04/118 [AJ888524], Нигерия; 130 [DQ016138], Словения. Процент гомологии, матрицу идентичности последовательностей и трансляцию нуклеотидов в аминокислоты определяли с помощью программного пакета BioEdit версии 7.01 [27]. Множественное выравнивание последовательностей нуклеотидов и транслируемых аминокислот проводили с использованием программного обеспечения ClustalX [28]. Филогенетический анализ 165 выведенных аминокислот гена VP1 был выполнен с помощью программного обеспечения MEGA4 для филогенетического и молекулярного эволюционного анализа с использованием метода реконструкции Neighbor Joining Phylogeny с анализом поправки Пуассона и бутстрапным деревом консенсуса, выведенным из 1000 повторов [29].Значения омега [соотношение несинонимичных ( K _A ) и синонимичных ( K _S ) замен) рассчитывали по сравнению с консенсусными нуклеотидными последовательностями с использованием программы PAL2NAL [30].

ELISA

Сыворотки тестировали с использованием коммерческого набора для ELISA (Idexx Lab, США) при разведении 1: 100, и результаты выражали в виде отношения S / N (отношение образца к отрицательному) в соответствии с инструкциями производителя. Значение оптической плотности считывали при длине волны 650 нм на микропланшет-ридере ELX 800 ™ (BIO-TEK Instruments, США).Титр антител ELISA имеет 78% корреляцию с титрами нейтрализации вируса [19].

Экспериментальное заражение цыплят CAV

Восемь 5-дневных цыплят, свободных от специфических патогенов (SPF), были получены из Института ветеринарных исследований (VRI), Ипох, Перак, Малайзия. Цыплята были разделены на 2 группы. Группе 1 (n = 5) внутримышечно вводили 1 мл инокулята культуры клеток изолята SMSC-1 CAV, содержащего 10 ^5,5 TCID ₅₀ / мл [13]. Группа II (n = 3) не была подвергнута инокулированию в качестве цыплят отрицательного контроля.Каждую группу выращивали отдельно в разных помещениях, за цыплятами наблюдали ежедневно, а корм и воду предоставляли ad libitum . Цыплят умерщвляли через 14 дней каждый день. (после инокуляции) для забора органов. Образцы тканей, собранные у инфицированных и неинокулированных цыплят, обрабатывали и считали предметными стеклами положительного и отрицательного контроля для окрашивания иммунопероксидазой (IPS) соответственно. Все экспериментальные исследования, проведенные на животных в этой статье (включая производство куриной гипериммунной сыворотки), следовали международно признанным руководствам и одобрены комитетом по уходу за животными и использованием животных факультета ветеринарной медицины Университета Путра в Малайзии (Ссылка: UPM / FPV / PS / 3.2.1.1551 / AUP-R4).

Подготовка образцов для иммуногистохимического окрашивания

Образцы тканей фиксировали в 10% (об. / Об.) Нейтральном фосфатно-буферном формалине в течение примерно 24 часов, а затем обрезали до толщины 0,5 см. Образцы костного мозга декальцинировали 5% -ным раствором азотной кислоты по методике Luna [31]. После обработки ткани блоки ткани делали на срезы толщиной 4 мкм и собирали на чистые силанизированные предметные стекла [32, 33].

Иммуногистохимическое окрашивание

Перед окрашиванием предметные стекла депарафинизировали для удаления среды для заливки и регидратировали в соответствии с прилагаемыми инструкциями.Извлечение антигена было достигнуто с использованием техники извлечения антигена на основе микроволнового излучения [33, 34]. Процедуру окрашивания системы обнаружения проводили в соответствии с инструкциями производителя [DakoCytomation Envision ^® + Dual Link System-HRP (DAB +), Дания]. В каждую процедуру включали известный отрицательный и положительный антигенный контроль и отрицательный сывороточный контроль.

Производство гипериммунной сыворотки цыплят

Производство гипериммунной сыворотки проводили у четырех 60-недельных петухов-бройлеров SPF, полученных из VRI, Ипох, Перак, Малайзия, со следующим протоколом иммунизации: Вкратце, в день 0 перед инокуляцией Образцы крови были собраны у всех цыплят, чтобы проверить их отсутствие от CAV-антител.Затем петухов иммунизировали перорально 2 мл живой КАВ-вакцины AviPro ^® THYMOVAC (Lohmann Animal Health, Куксхафен, Германия). Режим иммунизации повторяли через 14, 28 и 42 дня после первой иммунизации в сочетании с адъювантом Фрейнда (Sigma, США). На 56 день у всех цыплят брали кровь из крыловой вены для отделения продуцированной гипериммунной сыворотки. Коммерческий набор Idexx ELISA (Idexx Lab, Westbrook, Maine, USA) использовали для оценки титра антител в гипериммунной сыворотке курицы при различных уровнях иммунизации.

Очистка IgY из гипериммунной сыворотки цыплят

Очистку

IgY проводили с использованием набора для тиофильной адсорбции Pierce ^® (Pierce, США). Первоначально Т-гель использовали в соответствии с инструкциями производителя для очистки иммуноглобулинов млекопитающих. Для очистки IgY из куриной сыворотки соблюдали инструкции производителя вместе с оптимизированным протоколом Т-гель-хроматографии для очистки IgY из куриной сыворотки, как описано Constantinoiu et al .[35].

Статистические методы

Данные распределения ДНК КАВ в образцах органов от коммерческих цыплят-бройлеров были проанализированы с помощью однофакторного дисперсионного анализа Крускала-Уоллиса со значимостью, определенной при P <0,05. Группы со значимым отличием средних от остальных были определены с использованием Q-статистики [36].

% PDF-1.4 % 1 0 объект > эндобдж 2 0 obj > поток 2015-06-26T11: 02: 57 + 01: 002015-06-26T11: 02: 55 + 01: 002015-06-26T11: 02: 57 + 01: 00uuid: 7ca81202-bee4-684b-bb5a-9353d0c29199uuid: 78214cca- 0099-2144-bdc5-034bf2ac0be6application / pdf Библиотека Adobe PDF 9.1 конечный поток эндобдж 3 0 obj > эндобдж 6 0 obj > эндобдж 7 0 объект > эндобдж 17 0 объект > / Font> / ProcSet [/ PDF / Text / ImageC] / XObject >>> / Type / Page >> эндобдж 18 0 объект > поток HWnWpm @ м

.